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Seitentitel: Mykorrhiza – Pilz-Wurzel-Symbiosen/ Druckversion
(Mykorrhiza – Pilz-Wurzel-Symbiosen/ Druckversion)
Mykorrhiza
Pilz-Wurzel-Symbiosen
Mykorrhiza cover.tif
Von Netzwerken zum Nährstoffaustausch
Eine Einführung
Ingrid Kottke
Wikibooks


Inhaltsverzeichnis

Vorwort[Bearbeiten]

Entgegen der landläufigen Meinung, dass die Natur von Aggressivität und Verdrängung beherrscht wird, sind Kooperationen zum Nutzen der Beteiligten seit der Entstehung von Leben von außerordentlicher Bedeutung, vielfältig und allgemein verbreitet. Gene kooperieren innerhalb des Genoms, Organellen kooperieren innerhalb der Zellen, Zellen kommunizieren und kooperieren, um einen Organismus aufzubauen. Nahezu alle wichtigen Schritte in der Evolution, von sich replizierenden Molekülen bis zu komplexen Insektenstaaten, beruhen auf der Lösung von Problemen kooperativen Zusammenlebens. Die Zellen der Eukaryoten sind das Produkt einer wohl 2 Billionen Jahre alten Symbiose. Auch Entstehung und Erhalt der immensen Artenvielfalt ist ohne zwischenartliche Kooperationen, mutualistischer Symbiosen nicht denkbar.

Für Pflanzen war die Kooperation mit Pilzen der entscheidende Schritt beim Übergang vom Wasser zum Land vor 450 Millionen Jahren. Mehr als 90 % aller Landpflanzen leben heute in Symbiosen mit Bodenpilzen, die sich in den Wurzeln ansiedeln und die Pflanzen vor allem mit Phosphat, dem wichtigsten Energieträger, aber auch Wasser und anderen Nährelementen versorgen. Im Gegenzug erhalten die Pilze Kohlenhydrate, die sie nicht selbst herstellen können. Diese für beide lebensnotwendige, obligate Symbiose wird Mykorrhiza (Pilzwurzel) genannt. Obligate Symbiose bedeutet, dass weder Pflanzen noch Pilze ohne ihre Partner in der von Mangel und Stress geprägten Natur überleben und sich vermehren können. Forschungsergebnisse der letzten Jahrzehnte zeigen, dass die Mykorrhiza nicht nur Stoffkreisläufe und Stabilität von Ökosystemen beeinflusst, sondern auch Evolution und Diversität von Pflanzen und Pilzen wesentlich mitbestimmt hat.

Trotz des großen Erkenntnisfortschritts in den letzten 40 Jahren und der außerordentlichen Bedeutung für beinahe alle Landökosysteme ist die allgemeine Kenntnis der Mykorrhiza bemerkenswert gering. Das mag daran liegen, dass diese Symbiose sich unterirdisch, unsichtbar abspielt und daher selbst von Biologen und Ökologen erst seit kurzem in theoretische Modelle einbezogen wird. Die Einführung versucht, in allgemein verständlicher Form, das Phänomen Mykorrhiza in seiner Bedeutung für die Landökosysteme darzustellen, um Studenten der Biologie, der Forstwissenschaft und von Land- und Gartenbau, aber auch einer breiteren Leserschaft den Einstieg in das komplexe Thema zu erleichtern.

Die Einführung beginnt mit der Vielfalt der beteiligten Arten und ihrer Einbindung in komplexe Netzwerke, die sowohl ihre langfristige Erhaltung als auch die Entstehung neuer Formenkreise und ökologischer Module ermöglicht. Anschließend werden allen Mykorrhizen gemeinsame Strukturprinzipien und Funktionen dargestellt, die das Zusammenleben von Pflanzen und Mykorrhizapilzen ermöglichen und genetisch regeln. Ein Kapitel ist der Verbreitung von Mykorrhizapilzen im Reich der Pilze gewidmet, ein weiteres ihren Assoziationen im Reich der Pflanzen. Danach folgt eine ausführlichere Darstellung spezieller Strukturen der unterschiedlichen Mykorrhizatypen, die im Laufe der Evolution zwischen Pilz- und Pflanzengruppen entstanden sind. Weitere Bodenorganismen, die für die Mykorrhiza von Bedeutung sind, werden kurz dargestellt und abschließend die Nutzung durch den Menschen besprochen.

Es versteht sich von selbst, dass bei einer Einführung in ein solch komplexes Thema Vereinfachungen und Verallgemeinerungen gemacht werden müssen. Es wird deshalb vielfach auf die zu Grunde liegenden, zumeist in wissenschaftlichen Zeitschriften veröffentlichen Forschungen verwiesen, aus denen Genaueres, insbesondere auch Methodisches, zu erfahren ist. So kann die Frage: „Woher weiß man das?“, die kritische Leser stellen werden, selbständig, individuell beantwortet werden. Durch einen Klick auf das Literaturzitat gelangt man in das zentrale Quellenverzeichnis, die Rücktaste führt wieder zum Text zurück. Viele der Zeitschriften haben einen freien elektronischen Zugang, andere sind über Universitätsbibliotheken für Studenten problemlos zugänglich, oder können gegen Gebühren angefordert werden.

In Anbetracht des raschen Fortschritts an wissenschaftlichen Erkenntnissen in diesem noch jungen Forschungsgebiet erscheint mir ein elektronisches Lehrbuch vorteilhaft, in dem Aktualisierungen laufend möglich sein werden. Kundige Leser werden daher aufgefordert, durch Korrekturen und Ergänzungen zur Verbesserung des Buches beizutragen.

Dem Buch liegen neben Literaturstudien eigene Forschungs- und Lehrtätigkeiten an der Eberhard-Karls-Universität Tübingen zu Grunde. Allen, die mich während meiner wissenschaftlichen Arbeit unterstützt haben, sage ich auch hier herzlichen Dank. Für die sachkundige Beratung zu den Grafiken schulde ich Verena Uhle-Schneider, für umsichtiges Korrekturlesen Babette Münzenberger Dank. Mitarbeiter von Wikibooks unterstützten freundlicherweise die elektronische Umsetzung und erstellten u. a. die Vorlage:Quelle-Link für das zentralisierte Quellenverzeichnis.

Noch eine Anmerkung für Nutzer: In der Druckversion sind alle Kapitel zusammengefasst und durchnummeriert. Die Nummerierung der Abbildungen entspricht den Nummern der Kapitel der Druckversion. So können ohne allzu großen Aufwand weitere Abbildungen eingestellt werden. Es wurde auch eine, allerdings noch unfertige PDF Version erstellt (Dezember 2016).

Tübingen, im Herbst 2016

Ingrid Kottke


Der Begriff Mykorrhiza[Bearbeiten]

1885 veröffentlichte A. B. Frank in den Berichten der Deutschen Botanischen Gesellschaft einen Artikel mit dem Titel: „Über die auf Wurzelsymbiose beruhende Ernährung gewisser Bäume durch unterirdische Pilze". Darin heißt es:[1] „Wie die folgenden Mitteilungen zeigen, muss diese Frage aber noch viel weiter ausholen, weil sie die Kenntnis von Dingen hinsichtlich der Natur und der Ernährung von Pflanzen voraussetzt, von welchen die Wissenschaft bis jetzt keine Ahnung hat. ... Es betrifft die Tatsache, dass gewisse Baumarten, vor allem die Cupuliferen (Buchengewächse) ganz regelmäßig sich im Boden nicht selbständig ernähren, sondern überall in ihrem gesamten Wurzelsystem mit einem Pilzmyzelium in Symbiose stehen, welches ihnen Ammendienste leistet und die ganze Ernährung des Baumes aus dem Boden übernimmt. So überraschend dieser Satz klingen mag, so ist er durch die Ausdehnung meiner Untersuchungen schon jetzt als fest begründet zu betrachten.“ A. B. Frank nannte diese Symbiose „Mykorrhiza“, d. h. Pilzwurzel von altgriechisch myces (Pilz) und rhiza (Wurzel). Franks Arbeit regte zahlreiche weitere Untersuchungen an (u. a. Janse 1897 an tropischen Pflanzen, Gallaud 1905 an krautigen Pflanzen, Bernard 1909 an Orchideen). 125 Jahre Forschung (Koide & Mosse 2004) haben Franks geniale Erkenntnis bestätigt, auf fast alle Landpflanzen und viele Pilzgruppen ausgeweitet und gezeigt, dass Wachstum und Vermehrung dieser Pflanzen und Pilze in der Natur nur in der Symbiose möglich sind (Smith & Read 2008).

Der Begriff „Mykorrhiza“ ist inzwischen zu einem Terminus technicus geworden. Er kann als solcher für alle zur Verbesserung der Nährstoffversorgung entwickelten Symbiosen zwischen Landpflanzen und Pilzen verwendet werden, also auch dann wenn keine Wurzeln gebildet werden, wie bei den Gametophyten von Lebermoosen, einigen Farnen und Bärlappen und den Vorkeimen der Orchideen. Man kann in diesen Fällen auch von "Mykothallus/Mykothalli" sprechen als nicht in Spross und Wurzel gegliederten Pflanzen mit Mykorrhizapilzen. Die beteiligten, symbiotischen Pilze werden als Mykorrhizapilze oder Mykobionten bezeichnet. Als Mycobionta werden teilweise aber alle echten Pilze (Chitinpilze, Fungi) verstanden, weshalb der Ausdruck Mykorrhizapilze bevorzugt werden sollte.

  1. Frank 1885 S. 128


Die Grundprinzipien[Bearbeiten]

Diversität, Unspezifität und Organisation in Netzwerken[Bearbeiten]

Nach Schätzungen leben über 90 % der Landpflanzen, das sind etwa 230 000 Arten, in obligaten Pilz-Wurzel-Symbiosen (Smith & Read 2008). Die Zahl der Mykorrhizapilze liegt vermutlich ähnlich hoch, wurde aber vor Anwendung der molekularen Erfassung der Arten und vor der Erforschung der artenreichen Tropenwälder weit unterschätzt und ist immer noch unvollständig erfasst. Pflanzen bilden stets mit vielen Pilzen Mykorrhizen und Mykokorrhizapilze können immer mit verschiedenen Pflanzenarten assoziieren. So sind z. B. von der Douglasie mehr als 500 Mykorrhizapilz-Arten, von der Gelbkiefer mehr als 150, allein aus dem westlichen Nordamerika bekannt (Barroetaveña et al. 2007). Eine einzelne Pappel kann mit Hunderten von Pilzarten Mykorrhizen bilden (Bahram et al. 2011).

Diese Forschungsergebnisse haben zu Diskussionen über den biologischen Sinn von solch verschwenderischen Redundanzen geführt. Warum so viele Pilzpartner für ein Pflanzenindividuum oder eine Art? Müssen die Pilze nicht untereinander in Konkurrenz treten, zu einer Belastung der Pflanze führen und letztlich nur wenige, effektive Nährstofflieferanten erhalten bleiben? Das theoretische Verständnis für die große Zahl ähnlicher Symbiosen wird noch erschwert durch die vielen nah verwandten Arten sowohl bei Pflanzen als auch bei Pilzen, die miteinander am gleichen Standort assoziiert sein können und die gleichen komplementären, einander ergänzenden Funktionen in der Symbiose übernehmen. Enge Verwandtschaften mit gleichen ökologischen Ansprüchen sollten sich nach gängigen Evolutionstheorien lokal ausschließen.

Die Diskussion geht traditionell vom Verständnis parasitärer Pilz-Pflanzen Interaktionen aus, bei denen Angriff und Abwehr zu einer raschen und ständigen Weiterentwickelung führen müssen und „Unterlegene“ ausselektiert werden. Molekular-phylogenetische Untersuchungen, d. h. Untersuchungen zur Verwandtschaft der Pilze auf der Grundlage genetischer Daten, zeigen aber, dass die Mykorrhizapilze nicht mit parasitär lebenden Pilzgruppen verwandt sind sondern von saproben Pilzen abstammen, die Kohlenhydrate aus dem Abbau toter organischer Materie gewinnen (Hibbett & Matheny 2009). Die Erklärung des symbiotischen Zusammenlebens zu gegenseitigem Nutzen von Pilzen und Pflanzen erfordert offenbar einen anderen theoretischen Ansatz (Fontaine et al. 2011).

Keine Theorie konnte bisher die bemerkenswert wenigen strukturellen Erscheinungsformen der Mykorrhiza mit mehr oder minder identischen Funktionen und die gleichzeitig enorme Vielfalt der eingebundenen, oft nah verwandten Pflanzen- und Pilzarten, das hohe erdgeschichtliche Alter und die allgemeine, weltweite Verbreitung der Mykorrhiza so stimmig erklären wie neue, mutualistische Netzwerkmodelle. Sie werden daher hier verwendet, um das Phänomen Mykorrhiza aus einer Gesamtsicht unter Einbeziehung von Evolution und Ökologie darzustellen. Gute Modelle regen nicht zuletzt auch sinnvolle wissenschaftliche Fragestellungen an.

Basierend auf der Spieltheorie, die bereits voraussagte, dass kooperative Systeme sich langfristig neben parasitären durchsetzen können (Sigmund 1995), erlauben heute verfügbare Modelle und Algorithmen die mathematische Modellierung dieser Aussagen. Frühere theoretische Vorhersagen der Instabilität von mutualistischen Symbiosen gründeten auf linearen Gleichungen (z. B. nach Lotka-Volterra), die ungebundenes Populationswachstum mit nie endendem positivem Feedback vorhersagten und Stabilität nur bei schwachen und/oder asymmetrischen mutualistischen Interaktionen erreichten. Neuere Modelle der Netzwerktheorie auf der Basis nicht-linearer Funktionen sagen aber generelle Stabilität für mutualistische Systeme voraus (Okuyama & Holland 2008). Parasitismus und Symbiose sind demnach unterschiedliche Überlebensstrategien, die von Anfang an getrennte Wege gehen und zu prinzipiell anders strukturierten Gemeinschaften führen (Sigmund 1995).

Parasitische Interaktionen verändern sich rasch, da Abwehr und Entwicklung neuer Aggressions-Strategien dies erfordern. So kommt es zu ausgeprägter Spezialisierung und Gliederung von Gesellschaften in Klein- und Kleinstgruppen (hohe Modularität im Sinne der Netzwerktheorie; Fontaine et al. 2011). Parasitäre Pilz-Pflanzen Interaktionen sind daher auch strukturell sehr vielfältig und langfristige, von einander abhängige Entwicklungen (Coevolutionen) sind vielfach erkennbar (Beispiele in Agerer et al. 2004). Dagegen entwickeln sich mutualistische Interaktionen von frei lebenden Arten, die aber zwingend voneinander abhängen, in zweiseitigen (engl. bipartite), artenreichen Netzwerken. Die Netzwerke werden bestimmt durch komplementäre, einander ergänzende Fähigkeiten der Partner, die diesbezüglich einem Selektionsdruck zu konvergenter, gleichgerichteter Entwicklung unterliegen (Thompson 2005). Nah verwandte Arten entsprechen diesen Anforderungen am besten und können so leicht in das Netzwerk einbezogen werden.

Am Beispiel einer artenreichen Orchideen-Gesellschaft von einem Standort im tropischen Bergregenwald wird im Folgenden ein solches Mykorrhiza-Netzwerk gezeigt (Kottke et al. 2013). Stellt man die empirisch gefundenen Assoziationen als zweiseitiges (binäres) Netzwerk dar (Abbildung 3.1.1), erkennt man, dass die einzelnen Arten sehr unterschiedlich häufig vernetzt sind. Von den 48 Pilzarten und den 59 Orchideenarten ist nur eine sehr geringe Zahl (3 - 4) mit vielen Partnern assoziiert. Diese Arten sind untereinander vernetzt und assoziieren zusätzlich mit vielen gering vernetzten Arten. Die Mehrzahl der Arten ist gering vernetzt, assoziiert aber mit Untergruppen des Netzwerkes, die selbst mehrfach aber nicht untereinander vernetzt sind. Die Struktur eines solchen Netzwerkes nennt man im Englischen „nested“, was man mit „verschachtelt“ übersetzen kann. Das abgebildete Netzwerk ist statistisch signifikant „verschachtelt“, d. h. es unterscheidet sich statistisch gesichert von einem rein zufällig gebildetem Netzwerk. Das ergabt die Berechnung des NODF (Kottke et al. 2013). Der NODF (nestedness basierend auf overlap and decreasing fills; siehe BOX) wurde nach Almeida-Neto et al. 2008, mit Hilfe der Software ANINHADO (Guimarães & Guimarães 2006) berechnet.

Abb. 3.1.1 Zweiseitiges (binäres) Netzwerk zwischen 59 Orchideenarten (oben) und 48 Arten von Mykorrhizapilzen (unten) im tropischen Bergregenwald von Südecuador


Trägt man die Vernetzungsgrade (degree distribution) graphisch auf, ergibt sich im Fall eines signifikant verschachtelten Netzwerks eine Kurve, die annähernd einer Power Law Funktion (oder truncated power law Funktion) entspricht (Jordano et al. 2003; Gilarranz et al. 2012). Netzwerke mit einer solchen, asymmetrischen Verteilung der Vernetzungsgrade sind nicht rein zufällig, sondern entstehen, wenn neue Partner bevorzugt Bindungen mit bereits mehrfach vernetzten eingehen (Medan et al. 2007). Dieser Zusammenhang ist sowohl methodisch als auch biologisch von großer Bedeutung, methodisch, weil sich der NODF leicht berechnen lässt, biologisch, weil dahinter nachvollziehbare biologische Mechanismen stehen.

Ähnliche Netzwerke wurden auch in anderen Mykorrhiza-Gemeinschaften gefunden (Jacquemyn et al. 2011, Jacquemyn et al. 2015; Martos et al. 2012; Chagnon et al. 2012; Montesinos-Navarro et al. 2012; Haug et al. 2013), und gelten selbst dann, wenn die Zahl der Pflanzenpartner gering ist (Diédhiou et al. 2010). Solche Netzwerke waren zuvor für zahlreiche Bestäuber- und Samenverbreiter-Pflanzen Gemeinschaften gezeigt worden (Bascompte & Jordano 2007; Mello et al. 2011).

Die mathematische Modellierung und Überprüfung an Bestäuber- und Samenverbreiter-Netzwerken ergab eine Reihe allgemein gültiger Regeln (Bascompte & Jordano 2007). (1) Mutualistische Netzwerke bauen sich allmählich auf und können (2) als sich selbst organisierende Prozesse aufgefasst werden, wobei (3) neue Verbindungen bevorzugt mit Partnern erfolgen, die bereits mehrfach verbunden sind („preferential attachment“ Barabási & Albert 1999). Die Wahrscheinlichkeit einer neuen Vernetzung erfolgt demnach proportional zum bereits bestehenden Vernetzungsgrad des Partners. So entstehen, unabhängig von der Größe der Netzwerke, Gruppen von zunehmend vernetzten Teilnehmern, wobei sich aber eine unerwartet kleine Gruppe stark vernetzter und eine unerwartet große Zahl schwach vernetzter Teilnehmer ergibt (Vázquez & Aizen 2003). Die schwach vernetzten Teilnehmer sind statistisch signifikant häufiger mit den vielfach Vernetzten verbunden als untereinander. Unser Beispiel entspricht diesen theoretischen Anforderungen.

Biologisch liegen leicht zu erkennende Vorgänge zu Grunde. Zunächst ist eine prinzipielle Unspezifität der Partner für das Netzwerk erforderlich, d. h. die beteiligten Mykorrhizapilze und ihre Pflanzenpartner sind prinzipiell Generalisten und können mit einer Vielzahl von Partnern assoziieren. Partner können aber nur einbezogen werden, wenn sie sich zueinander komplementär, d. h. einander ergänzend verhalten (Thompson 2005). In der Mykorrhiza entspricht das dem Nährstoffaustausch zwischen Pilz und Pflanze (siehe Kapitel Komplementäre Eigenschaften, Regelung des Nährstoffaustauschs). Neu entstehende oder einwandernde Arten können nur einbezogen werden, wenn die zu Grunde liegenden physiologischen Mechanismen möglichst unverändert, konserviert bleiben (Thompson 2005). Die Vorteile nah verwandter Arten für eine Netzwerkbildung konnten durch Beobachtung und experimentell belegt werden (Maherali & Klironomos 2007; Waterman et al. 2011).

In unserem Beispiel sind nur wenige Gattungen der Orchideen mit jeweils vielen Arten vertreten (Abbildung: Stelis mit 18 Arten, Pleurothallis mit 13 Arten und Maxillaria mit 9 Arten). Die Mykorrhizapilze gehören den Familien Tulasnellaceae (33 Arten), Sebacinaceae (12 Arten) und Atractiellaceae (3 Arten) an. Für diese symbiotischen Pilzgruppen gelten begrenzte, Zellulose abbauende Eigenschaften als gemeinsames, konservatives Merkmal (Kohler et mult. 2015). Die Fähigkeit erlaubt ihnen, den an Nährstoffen armen Vorkeim der Orchideen mit Kohlenstoff zu versorgen.

Abb. 3.1.2 Aufbau eines realen, binären Netzwerkes

Des Weiteren ist leicht nachvollziehbar, dass Sämlinge eher von einem häufig vorhanden Mykorrhizapilz besiedelt werden als von einem sehr seltenen. Entsprechendes gilt für Pilzsporen. Beide erhalten nur so größere Überlebenschancen und damit auch größere Chancen sich zu vermehren und auszubreiten (Prinzip „rich-gets-richer“; Vázquez & Aizen 2003; Horton & Bruns 1998). Wären seltene Arten auf seltene Partner angewiesen, hätten sie wohl kaum Überlebenschancen. In unserem Beispiel wurde die Häufigkeit der Orchideenarten auch unabhängig von den Untersuchungen der Mykorrhiza erhoben und es zeigte sich, dass die Häufigkeit der Individuen der einzelnen Arten in etwa dem Vernetzungsgrad entsprach (Kottke et al. 2013). Ein Schema veranschaulicht den Aufbau eines solchen Netzwerkes für unser Beispiel der Orchideen und ihrer Mykorrhizapilze (Abbildung 3.1.2).

Häufig vernetzte Arten werden auch als Super-Generalisten bezeichnet und ihnen wird auch aus theoretischer Sicht eine überragende Bedeutung für die Entwicklung symbiotischer Gesellschaften zuerkannt (Guimaraes et al. 2011). Wie an unserem Beispiel zu erkennen ist, führen zweiseitige, mutualistische Netzwerke dank der Super-Generalisten zur Stabilisierung von Artenreichtum und der Einbindung und dem Erhalt seltener Arten (Verdú & Valiente-Banuet 2008). Die Robustheit des Netzwerks beim Verlust häufig vernetzer und beim Verlust gering vernetzter Arten lässt sich auch mathematisch prüfen (Santamaría et al. 2014) und bestätigt den stabilisierenden Effekt der Super-Generalisten.

Nicht mykorrhizierte Pflanzen sind dagegen einem hohen Konkurrenzdruck ausgesetzt und ihre Gesellschaften daher artenarm (Perry et al. 1989). Dieser arterhaltende Einfluss von Mutualismus auf Pflanzengesellschaften ist bisher in der Pflanzenökologie kaum berücksichtigt worden. Eine Ursache für diese Vernachlässigung ist, dass gängige statistische Methoden der Ökologie Einzelvorkommen (sog. singletons) nicht berücksichtigen, während Netzwerkmodelle diese als wesentliche Faktoren des Artenreichtums einbeziehen (Albert et al. 2000). Mutualistische Netzwerk-Modelle sind daher besonders gut geeignet, artenreiche, z. B. tropische Mykorrhiza-Gemeinschaften abzubilden und zu verstehen.

Abb. 3.1.3 Netzwerk nach Häufigkeiten von Mykorrhizen molekular identifizierter Pilze an Kiefer (Pinus sylvestris) und Buche (Fagus sylvatica) in Brandenburg

Komplexer stellen sich Netzwerke in Pilz-Pflanzen Gemeinschaften dar, die sehr asymmetrisch sind, weil zum Einen die Anzahl der Partner sehr ungleich hoch ist, zum Anderen mehr oder weniger spezifische Bindungen vorliegen. Solche Verhältnisse sind typisch für unsere und andere an Baumarten armen Wälder. Hier sind wenige Baumarten mit einer großen Zahl von Ektomykorrhiza bildenden Pilzen assoziiert. Häufig haben die Mykorrhizapilze Präferenzen oder sogar spezifische Bindungen für einzelne Baumarten (siehe Kapitel "Die Mykorrhizapilze"). Abbildung 3.1.3 zeigt ein Beispiel aus Brandenburg. Es wurden die Pilze an Buche und Kiefer in Reinbeständen und benachbarten Mischbeständen erhoben. Eine größere Zahl (6) der Mykorrhizapilze war an beiden Baumarten etwa gleich häufig, wenige (4) wurden nur an einer der beiden Baumarten gefunden, die Mehrheit (8) zeigte Präferenzen für eine Baumart und mykorrhizierte die andere Baumart nur in Mischbeständen (Bubner 2013). Für solche Netzwerke kann ein NODF nicht berechnet werden. An Baumarten reichere, natürliche Mischbestände, z. B. in Südosteuropa, zeigen aber trotz asymmetrischer Häufigkeiten von Baumarten und Ektomykorrhiza-Pilzarten eine dem Orchideen-Netzwerk vergleichbare Verschachtelung (signifikante "nestedness") und damit Stabilität (Fodor 2013). Generalisten sind auch in solchen Wäldern allgemein vorherrschend (Horton & Bruns 1998).

Eine unspezifische Bindung zwischen Mykorrhizapilzen und Pflanzen bedeutet nicht, dass alle Interaktionen physiologisch gleichwertig sind. So zeigten Experimente, dass Arten, die mehr Phosphat liefern, mit mehr Zucker „belohnt“ werden, was ein besseres Wachstum und damit auch eine größere Verbreitung zur Folge haben kann. Die weniger effektiven Pilzpartner haben aber andere Strategien, z. B. beim Abbau von Humus zur Gewinnung von Stickstoff und beim Anlegen von Reserven, die bei Veränderungen der Umwelt von beiderseitigem Nutzen sein können (Kiers et mult. 2011; Shah et mult. 2016). Franklin et al. 2014, zeigten, dass Wettbewerb zwischen verschiedenen Pilzpartnern die Effektivität des Nährstoffaustausches insgesamt steigern kann, somit beide Partner von dem Wettbewerb langfristig profitieren. Quantitative funktionale Unterschiede der Mykorrhizen wirken sich also insgesamt positiv aus (Klironomos et al. 2000; Lerat et al. 2003a; Lerat et al. 2003b; Jansa et al. 2008) und fördern das Zusammengehen vieler Partner.

Gleichzeitig zeigen die Mechanismen mutualistischer Netzwerke, dass örtlich unterschiedliche Arten zu Super-Generalisten werden können, wofür Umweltfaktoren ausschlaggebend sind. So können gegliederte, modulare Netzwerke entstehen, bei denen innerhalb eines großen, z. T. globalen Netzwerkes, Untergruppen von noch stärker vernetzen Gruppen entstehen. Ein Beispiel für Orchideen geben McCormick & Jacquemyn 2014. Das Netzwerk zwischen Glomeromycotina und Pflanzen der afrikanischen Steppe, Savanne, Trockenwald und feucht-tropischer Wälder zeigt eine deutlich modulare Struktur bezüglich der Vegetationsformen, d.h. die Pilzarten werden durch Umweltfaktoren beeinflusst (Rodríguez-Echeverría et al. 2017). Die langfristige Entwicklung kann im Zusammenhang mit größeren Evolutionsschritten und Veränderungen der ökologischen Bedingungen schließlich zu eigenständigen Netzwerken zwischen neuen Pflanzen- und Pilzgruppen führen (siehe nächstes Kapitel).

Erläuterung des NODF: Der NODF (nestedness basierend auf overlap and decreasing fills) ist ein Maß für die Quantifizierung der Verschachtelung (nestedness) in zweiseitigen Netzwerken und gibt an, wie stark die einzelnen Mitglieder des Netzwerkes zu Untergruppen assoziieren. Der NODF ersetzt das früher benutzte und als nicht korrekt berechnet eingestufte Maß T (matrix temperature) von Atmar & Patterson 1993, mit welchem die Verschachtelung häufig überschätzt wurde (Almeida-Neto et al. 2008). Der Berechnung des NODF liegt eine nach Häufigkeiten der Assoziationen geordnete Matrix zugrunde. Sie berücksichtigt, ob sich in einer Interaktionsmatrix (1) die Gesamtmengen zwischen den Spalten und/oder zwischen den Reihen unterscheiden und (2) ob die Anwesenheit einer Art in den weniger besetzten Spalten oder Reihen mit denen in stärker besetzten überlappt (Almeida-Neto et al. 2008, p. 1228). (1) bedeutet, dass die Arten unterschiedlich häufig an andere Arten binden, (2) wie häufig seltene Arten an häufige binden. Der NODF hat den Vorteil gegenüber anderen Maßen, dass er für Spalten und Reihen unabhängig berechnet werden kann und dass er weder von der Größe der Matrix noch vom Verhältnis der Anzahl Reihen zu Spalten abhängt. Der Wert wird aber stark von dem Grad der Besetzung der Matrix (matrix fill) beeinflusst. Das muss bei Vergleichen zwischen verschiedenen Netzwerken berücksichtigt werden (Almeida-Neto et al. 2008).

Langfristige Stabilität der Netzwerke und Entstehung neuer Module[Bearbeiten]

Die moderne Netzwerk Theorie betrachtet den Zustand von Netzwerken zwischen mutualistisch interagierenden Organismengruppen als Ergebnis einer langen Entwicklung (Sigmund 1995; Solé und Bascompte 2006). Diesem Ergebnis von Modellrechnungen entspricht der wissenschaftliche Nachweis eines erdgeschichtlich weit zurückliegenden Ursprungs der Mykorrhiza und deren ununterbrochenem Erhalt unter Einbindung nahezu aller im Laufe der Evolution entstandener Landpflanzen und bestimmter, neuer Pilzgruppen. Durch Anpassung an neue ökologische Bedingungen haben sich Großgruppen von Pflanzen und Pilzen herausgebildet, die eigene Netzwerke eingegangen sind, also als neue Module im Sinne der Netzwerktheorie angesehen werden können. Unter einem Modul versteht man in der Netzwerktheorie kleinere Unternetzwerke oder Teilnetzwerke, in denen die Teilnehmer enger miteinander verknüpft sind als mit anderen Teilnehmern des gesamten Netzwerkes. Ein solches mathematisch fundiertes, modulares Netzwerk zeigen Mello et al. 2011 für Pflanzen und Fledermäuse. Eine vergleichbare Berechnung für das gesamte Mykorrhizanetzwerk und seine Module steht noch aus.

Die ältesten fossilen Funde, die auf den Ursprung der Mykorrhiza hinweisen, sind Sporen von Lebermoosen und Sporen von Knäuelpilzen (Glomeromycota) aus dem Ordoviz (ca. 450 Millionen Jahre; Redecker et al. 2000; Wellman et al. 2003; Willis & McElwain 2002). Da Lebermoose nach phylogenetischen Berechnungen als die ältesten Landpflanzen angesehen werden und viele heute lebende Lebermoose mit Glomeromycota assoziiert sind, kann man spekulieren, dass ähnliche Assoziationen bereits bei der Landnahme der Pflanzen im Ordoviz von Bedeutung waren (Duckett et al. 2006). Bidartondo et al. 2011 und Desirò et al. 2013 wiesen eine weitere Pilzgruppe (Endogonales, Mucoromycotina) in heutigen Lebermoosen nach, die phylogenetisch älter sein könnte oder eine Schwestergruppe zu den Glomeromycota bildet. Die Frage nach den ältesten Mykorrhizapilzen wird daher noch diskutiert.

Im Laufe der Erdgeschichte entstanden neue Pflanzengruppen, die Farnartigen, die Nadelgehölze und die Blütenpflanzen, die in das Netzwerk der sich weiter diversifizierenden Glomeromycota eingebunden wurden. Die generelle Unspezifität der Bindungen blieb erhalten. Es verwundert daher nicht, dass heute lebende Lebermoose mit den gleichen Glomeromycota gefunden werden wie hoch entwickelte Blütenpflanzen (Russel & Bulman 2005). Versuche, eine enge, parallele Weiterentwicklung (Coevolution oder Cospeciation) zwischen Pflanzen und Glomeromycota zu finden, sind daher wenig aussichtsreich.

Im Laufe der Evolution entstanden auch neue Pilzgruppen mit der Fähigkeit Mykorrhiza-Symbiosen einzugehen. Diese neuen Mykorrhizapilz-Gruppen gehören zu den Schlauchpilzen (Ascomycota) und den Ständerpilzen (Basidiomycota). Die Entstehung von Ascomycota und Basidiomycota erfolgte vermutlich etwa gleichzeitig und liegt nach molekularen Hypothesen weit vor dem Auftreten der Mykorrhiza bildenden Untergruppen, nämlich bei etwa 290 Mill. Jahren im Oberkarbon (Berbee & Taylor 2010; Floudas et mult. 2012). Es waren zunächst Pilze, die als Parasiten lebten, sowie Saprobe, die abgestorbene Pflanzenteile nutzten. Die symbiotischen Pilze (Mykorrhizapilze und Flechtenpilze) gingen aus saproben hervor und nicht aus parasitischen, wie molekulare Vergleiche zeigen (Floudas et mult. 2012; Bonito et mult. 2013; Kohler et mult. 2015). Mykorrhizapilze traten wohl erstmals in der Jurazeit etwa gleichzeitig mit den Kieferngewächsen (Pinaceae) oder frühen Blütenpflanzen (Angiospermen) auf, mit denen sie Mykorrhizen bilden konnten.

Etwa 3% der Samenpflanzen gingen von den Glomeromycota zu den Basidiomycota und Ascomycota als Mykorrhizapartner über (Hibbett & Matheny 2009). Diese Übertritte fanden unabhängig voneinander statt und waren mit großen evolutionären Veränderungen bei den Pflanzen und Pilzen verbunden. Es entstand eine Vielzahl neuer Pflanzenfamilien und Pilze mit ganz neuen Eigenschaften. Einige wenige terrestrische und epiphytische Pflanzengruppen verloren die Fähigkeit zur Mykorrhizierung. Die Mykorrhiza ist daher eine Quelle von Innovationen in der Natur ähnlich wie andere Symbiosen (Margulis & Fester 1991). Aus Sicht der mutualistischen Netzwerkmodelle handelt es sich um die Entstehung neuer, zweiseitiger Netzwerke mit engen Verknüpfungen innerhalb des jeweiligen Netzwerks und schwächeren Verknüpfungen zu anderen Netzwerken, also um die Entstehung neuer Module im Gesamtnetzwerk. Die Module werden durchweg durch Generalisten eng vernetzt, zu anderen Modulen bestehen häufig noch Verbindungen über jeweils basal stehende Verwandte.

Abb. 3.2.1

Eine Übersicht (Abbildung 3.2.1) zeigt das System der Pflanzen (nach Pires & Dolan 2012, vereinfacht) und den durchgehenden Erhalt der Glomeromycota als Mykorrhizapilze der Lebermoose bis zu den Asterngewächsen (Asteridae; blau unterlegt). In Form von farbigen Dreiecken als neuen Modulen sind die wichtigsten Übergängen zu Basidiomycota und Ascomycota angezeigt (braun unterlegt). Die Farben der Dreiecke deuten auf gleiche Mykorrhizapilz-Untergruppen (siehe Kapitel Die Mykorrhizapilze). Heutige Lebermoose bilden Mykothalli mit Glomeromycota, Endogonales, sowie wenigen Basidiomycota und Ascomycota, also einem bemerkenswert breiten Spektrum an Pilzpartnern. Im Gegensatz dazu steht der Verlust der Mykorrhiza bei den Laubmoosen. Hornmoose, Bärlappe, Farne und alle historisch alten Koniferen sind mit Glomeromycota assoziiert. Epiphytische Farne in den Tropen können aber Mykorrhizen mit Ascomycota bilden. Die jüngste Gruppe der Koniferen, die Kieferngewächse (Pinaceae) und die Gattung Gnetum werden von zahlreichen Agaricomycetes (Untergruppe der Basidiomycota) und einigen Ascomycota mykorrhiziert. Innerhalb der Blütenpflanzen fand der Übergang von Glomeromycota zu Agaricomycetes und Ascomycota mehrfach, unabhängig statt: unter den Einkeimblättrigen (Monocotyledonae) bei allen Orchideen und der Segge Kobresia, mehrfach innerhalb der Rosengewächse (Rosidae: Fagales, Dipterocapaceae und Cistaceae, Eucalyptus u. einige andere Myrtaceae), selten innerhalb der Nelkengewächse (Caryophyllidae: Nyctaginaceae, einige Polygonaceae) und nur einmal bei den Asterngewächse (Asteridae: Ericaceae).

Abb. 3.2.2

Der Wechsel zu neuen Mykorrhizapilzen ermöglichte den Pflanzen auch, neue Habitate zu besiedeln. Die neu entstandenen Netzwerk-Module sind daher immer auch ökologische Module (Abbildung 3.2.2). Der Wechsel holziger Gewächse (Bäume und Sträucher) von Glomeromycota zu den Basidiomycota und Ascomycota verhalf Kieferngewächsen, Buchengewächsen, Drehfruchtgewächsen, einigen Caesalpiniaceae und Eucalyptus zur Dominanz in Wäldern mit Jahreszeitenklima (temperate Wälder). Die hohe Produktivität dieser Bäume, der jahreszeitliche Laubabwurf und der verzögerte Abbau der Streu führt zu humusreichen Böden mit organisch gebundenen Nährstoffen, die nur Basidiomycota und Ascomycota zugänglich sind. Heterotrophe und mixotrophe Orchideen können sich in diesen dunklen Wäldern ansiedeln, indem sie die Mykorrhizapilze der Bäume ganz oder zusätzlich als Kohlenhydrat-Lieferanten nutzen. In tropischen Wäldern herrschen dagegen nach wie vor Glomeromycota als Mykorrhizapartner vor und binden auch einige heterotrophe Pflanzen in das Netzwerk ein. Heterotrophe Orchideen werden hier von saproben Agaricomycetes mykorrhiziert. Lebermoose, Farne und Orchideen, die nicht mehr von Glomeromycota abhängig sind, können sich als Epiphyten ansiedeln, da die vom Wind verbreiteten Sporen der Agaricomycetes verfügbar sind. In den Hochlagen der Anden entstand eine Gruppe hemiepiphytisch wachsender Erikagewächse mit einer eigenen Mykorrhizaform. In offenen Landschaften der gemäßigten und arktisch-alpinen Gebiete findet man speziell angepasste, modulare Netzwerke. Heidekräuter können mit Hilfe von Mykorrhizapilzen mit ausgeprägten saprophytischen Fähigkeiten extrem nährstoffarme Gebiete besiedeln. Zwischen den räumlich oft weit getrennten Modulen stellen einige Super-Generalisten unter den Mykorrhizapilzen weltweite Verbindungen her. Das weist wiederum auf den weit zurückliegenden Ursprung der Mykorrhizen hin als die Kontinente noch nah beieinander lagen.



In einem erdgeschichtlichen Überblick (Abbildung 3.2.3) ist das Auftreten der Mykorrhizapilze und ihrer Pflanzenpartner im Zusammenhang mit größeren erdgeschichtlichen Ereignissen dargestellt (nach Willis & McElwain 2002 und Pires & Dolan 2012). Die Datierung des Alters von Pilzen und Pflanzen nach molekular-phylogenetischen Berechnungen ist noch widersprüchlich (Lücking et al. 2009; Berbee & Taylor 2010) und fossile Funde sind selten und deutlich jünger als die Berechnungen ergeben. Der Ursprung der Mykorrhiza liegt aber in jedem Fall in der Zeit eines Großkontinents und der Entstehung der Landpflanzen. Glomeromycota blieben die alleinigen Pilzpartner vom Ordoviz bis in die Jurazeit, in der große erdgeschichtliche Veränderungen eintraten (Zerfall des Großkontinents).

Die ersten Mykorrhizapilze unter den Basidiomycota korrelieren in etwa mit dem Aufkommen der Kieferngewächse (Pinaceae 145-200 Mill. Jahre, Jurazeit Won & Renner 2006). Eine veränderte Umwelt (Entstehung von Klimazonen und Wäldern mit Laub abwerfenden Bäumen) bot Mykorrhizapilzen mit zusätzlichen, wenn auch schwachen saprophytischen Eigenschaften einen Konkurrenzvorteil gegenüber den bereits etablierten rein symbiotischen Glomeromycota. Glomeromycota sind auf eine ständig gleichmäßige Zufuhr von Glucose der assimilierenden Pflanze angewiesen. Ruhephasen der Vegetation müssen sie als Dauersporen im Boden überstehen. Mykorrhizapilze mit saprophytischen Fähigkeiten können dagegen Ruhezeiten der Vegetation aktiv durch Abbau organischer Substanz nutzen. Weitere Vorteile sind die Verbreitung der Sporen durch die Luft nach Ausbildung von oberirdischen Fruchtkörpern. In die Jurazeit fällt auch die Entstehung der Blütenpflanzen. Eine rasche Diversifizierung der Pflanzen erfolgte in Kreide und Tertiär mit den bereits erwähnten zahlreichen Übergängen von Glomeromycota zu Basidiomycota bzw. Ascomycota, wiederum verbunden mit wichtigen erdgeschichtlichen Veränderungen.

Komplementäre Eigenschaften und strukturelle Integration[Bearbeiten]

Der wichtigste, schon früh von der Mykorrhizaforschung erkannte funktionale Zusammenhalt zwischen den Pflanzenwurzeln und den Mykorrhizapilzen besteht im Austausch von Glucose gegen Phosphat. Pilze können selbst keine Zucker herstellen. Sie sind heterotroph und damit von den Kohlenhydraten der Pflanzen abhängig. Die Pilze werden von der assimilierenden Pflanze in der Mykorrhiza mit Glucose versorgt und können nur in der symbiotischen Assoziation ihren Lebenszyklus abschließen, d. h. vegetative oder generative Sporen bilden, die Vermehrung und Verbreitung sichern. Bereits Engelander & Hull 1980, wiesen Kohlenstoff, der als 14CO2 an Blätter von Rhododendron appliziert wurde, nach 3 Tagen in neu gewachsenen Pilzfruchtkörpern nach, die über Mykorrhizen mit der Pflanze verbunden waren. Ho & Trappe 1973, zeigten mit einer ähnlichen Methode die Versorgung der Sporen von Glomeromycota. Zahlreiche spätere experimentelle Untersuchungen haben die Kohlenhydratversorgung der Mykorrhizapilze durch die grüne Pflanze bestätigt (Smith & Read 2008), zuletzt auch für Orchideenpilze (Cameron et al. 2008; Kuga et al. 2014).

In einem eleganten Versuch zeigten Látalova & Baláz 2010, dass in der grünen Orchidee Serapias strictiflora Myzel einer Tulasnella vollständig von der Pflanze mit Kohlenhydraten versorgt wurde, wenn keine andere C-Quelle zur Verfügung stand. Werden dem Myzel zusätzlich abgestorbene Maiswurzeln angeboten, die sich im Delta 13C-Gehalt deutlich von dem durch die Orchidee gelieferten Zucker unterscheiden, nimmt der Pilz von beiden Quellen Zucker auf, aber bedeutend mehr von der Pflanze (69 %). Die Pflanze dagegen erhält keinen aus den Maiswurzeln gewonnen Zucker über den Pilz. Die grüne Orchidee ist also autotroph und versorgt zusätzlich den Pilz, auch wenn dieser sich noch teilweise saprophytisch ernährt. Hierbei sind ökologisch gesehen interessante Unterschiede zwischen einzelnen Orchideenarten zu beobachten (Gebauer & Meyer 2003). Goodyera repens (Kriechendes Netzblatt), eine häufig mit Kiefern vorkommende Art, erhält kleine Mengen Kohlenstoff als Aminosäuren vom Pilzpartner (Ceratobasidium sp.), liefert aber das Fünffache an Kohlenhydraten an den Pilz (Cameron et al. 2006, Cameron et al. 2008). Cephalanthera rubra, Dactylorhiza sambucina, Ophrys insectifera, Neotinea ustulata, Orchid mascula und Platanthera bifolia erhalten etwa 10 % ihres Zuckers über die Mykorrizapilze.

Phosphat ist der wichtigste Energieträger der Pflanzen und Pilze und für zahlreiche physiologische Vorgänge, wie chemische Aktivierungen, Signalübertragungen und enzymatische Regulierungen notwendig. Nicht zuletzt ist Phosphat ein Bestandteil von Nukleinsäuren, Phospholipiden und Enzymen. Da Phosphat in der Natur aber überwiegend in anorganisch oder organisch gebundener Form vorliegt, ist es Pflanzen nur schwer zugänglich. Mykorrhizapilze können Phosphat aus diesen Verbindungen lösen, aufnehmen, in Form von Polyphosphaten in großen Mengen in ihren Vakuolen speichern und so über weite Strecken transportieren. In der Mykorrhiza wird Orthophosphat an die Pflanzen abgegeben. Mykorrhizierte Pflanzen weisen daher, wie vielfach nachgewiesen, einen höheren Phosphatgehalt auf als nicht mykorrhizierte Vergleichspflanzen.


Oberflächenvergrößerung zum Austausch von Nährstoffen[Bearbeiten]

Abb. 3.3.1 a und b Endomykorrhizen, c Ektomykorrhiza

Mykorrhizen dienen dem Nährstoffaustausch und entwickeln hierfür spezielle Strukturen an den feinen Saugwurzeln der Pflanzen (Scannerini & Bonfante-Fasolo 1983; Peterson et al. 2004). Epidermis und Rindenzellen dieser Wurzeln bieten den Mykorrhizapilzen einen Raum, in dem sie nicht nur vor Austrocknung geschützt sind sondern auch leichten Zugang zur Glucose der Pflanze finden. Die dünnwandige Epidermis kann Signalstoffe abgeben, die speziell Mykorrhizapilze anlocken. Die Hyphen geben ebenfalls Moleküle mit Signalfunktion ab, die zahlreiche Veränderungen in der Pflanze bewirken. Die feinen Hyphen (Durchmesser 2 bis 4 µm) dringen in lebende Rindenzellen ein oder breiten sich zwischen den Rindenzellen aus, ohne die Wurzel zu schädigen (Abbildung 3.3.1). Es entsteht so der für den Nährstoff- und Signal-Austausch notwendige, enge Kontakt und gleichzeitig stark vergrößerte Membranoberflächen an und um aktive Hyphen (Abbildungen 3.3.2 und 3.3.3).

Man unterscheidet zwischen Endomykorrhizen, bei denen die Hyphen in die Zellen der Wurzelrinde eindringen, und Ektomykorrhizen, bei denen die Hyphen entlang der Mittellamelle zwischen den Zellwänden vordringen (Abbildung 3.3.1). In Endomykorrhizen werden die Hyphen entweder knäuelartig aufgerollt (Abbildung 3.3.1a; Orchideenmykorrhizen, ORM und Mykorrhizen der Erikagewächse, ERM) oder durch die Anlage von "Arbuskeln" die Oberfläche vergrößert (Abbildung 3.3.1b). Arbuskel sind bäumchenartig-dreidimensional verzweigte, sehr feine, unseptierte Hyphen, die von der Plasmamembran der Pflanzenzelle umgeben sind. Diese Mykorrhizaform wird entsprechend als "arbuskuläre Mykorrhiza" (AM) bezeichnet. In Ektomykorrhizen wird ein "Hartigsches Netz" angelegt, indem die Hyphen die Rindenzellen der Wurzel dicht ummanteln (Abbildung 3.3.1c; von A. B. Frank 1885 nach dem Botaniker Hartig benannt).

Hyphen wachsen ausschließlich mit Spitzenwachstum. In den Spitzen herrscht ein hoher Turgordruck, wodurch die Hyphen zwischen die Zellwandfibrillen eindringen können, ohne diese enzymatisch anzugreifen (Lew 2011). Die Festigkeit der Zellwände kann zuvor durch pflanzliche Expansine vermindert werden (Balestrini et al. 2005; Tarkka et al. 2013). In Lebermoosen und in Fichten- und Lärchenwurzeln wurde eine Verminderung zellwandgebundener Phenole gefunden (Münzenberger et al. 1990; Ligrone et al. 2007). Die Absenkung der Konzentration von Ferulasäure führt zu einer geringeren Verkettung der Zellulosefibrillen und gleichzeitig zu einer Verringerung dieses pilzlichen Hemmstoffs (Münzenberger et al. 1995). Mykorrhizapilze, die typischer Weise die Gene zum Abbau von Cellulose und Pektin verloren oder stark vermindert haben, vermeiden so eine Provokation der pflanzlichen Abwehr.

Abb. 3.3.2

Sowohl die Hyphen in den Knäueln als auch die Arbuskeläste werden von einer dünnen Zellwand und der Zellmembran eng umgeben, wie elektronen-mikroskopische Aufnahmen zeigen (Abbildung 3.3.2 und 3.3.3). Die Zellwand umgibt die Hyphe zunächst kragenartig, allmählich immer dünner werdend, besteht sie schließlich nur noch aus einer lockeren Matrix. Das gilt für alle intrazellulären Hyphen von Mykorrhizapilzen und wird hier am Beispiel einer Orchideenmykorrhiza illustriert. Der mit der Matrix ausgefüllte Zwischenraum wird auch als interfazialer Raum (englisch: interface) bezeichnet und enthält Zellwandbestandteile in unvernetzter Form. Die Zusammensetzung der Matrix wurde mit Hilfe von Färbeverfahren und Immunmarkierungen geklärt (Barroso & Pais 1985 und Paduano et al. 2011 an Orchideen-Mykorrhizen; Bonfante et al. 1990 und Balestrini et al. 1994an arbuskulären Mykorrhizen; Gianinazzi-Pearson et al. 1986 an Ericoiden Mykorrhizen; Dexheimer et al. 1985 an Endomykorrhizen vom Sonnenröschen (Helianthemum). Diese Methoden wiesen die gleiche chemische Zusammensetzung in Zellwand und interfazialer Matrix nach (Balestrini & Bonfante 2014). Damit ist erwiesen, dass auch bei Endomykorrhizen die Hyphen im Apoplast liegen, also in der Zellwand und nicht wirklich intrazellulär.

Beim Eindringen der Hyphe in die Rindenzelle wird die Plasmamembran der Pflanze nie durchbrochen, sondern vergrößert sich mit den wachsenden Hyphen. Die neu gebildete Membran ist in ihrer Zusammensetzung aber nicht identisch mit der wandständigen Plasmamembran und wird deshalb als periarbuskuläre Membran bzw. perihyphale Membran bezeichnet (englisch: periarbuscular oder perifungal membrane). In der periarbuskulären Membran befinden sich z. B. andere Phosphattransporter als in der Plasmamembran (Pumplin et al. 2012). In besiedelten Zellen werden Cytosol und Organellen (Plastiden, Mitochondrien, ER) vermehrt und die Vakuole stark eingeschränkt oder zerteilt. Plastiden umgeben die Arbuskel netzartig und liefern die Lipide, die für den Aufbau der periarbuskulären Membran nötig sind (Hause & Fester 2005). Messungen der periarbuskulären Membran mit Hilfe elektronenmikrokopischer Aufnahmen ergaben eine um das 20ig-fache vergrößerte Oberfläche im Vergleich zu nicht besiedelten Zellen (Toth & Miller 1984, Alexander et al. 1989). In nicht besiedelten Zellen bildet der Protoplast nur eine dünne Lage entlang der Zellwand und die zentrale Vakuole nimmt einen großen Raum ein.

Mykorrhizapilze unter den Basidiomycota und Ascomycota bilden in den Ektomykorrhizen ein sog. Hartigsches Netz aus, eine funktional ähnliche, optimal angepasste Struktur. Das Hartigsche Netz besteht aus fingerartig verzweigten Hyphen, die sich eng aneinander liegend, radial zwischen die Zellwände schieben (Abbildung 3.3.2) (Blasius et al. 1986; Kottke & Oberwinkler 1987). Ähnlich den Arbuskeln, wird so die Plasmamembran der Hyphen im Verhältnis zum Volumen stark vergrößert (Kottke et al. 1996). Die Seitenäste der Hyphen sind auffallend selten durch Querwände abgetrennt (septiert; Abbildung 3.3.2), wodurch ähnlich wie bei den Glomeromycota ein schlauchförmiges System entsteht, in dem Stoffe rasch in radialer Richtung verteilt werden können. Hacquard et al. 2013, fanden auf molekularer Basis eine erhöhte Transportaktivität im Hartig Netz.

Die Art des Hyphenwachstums ist für Basidiomycota und Ascomycota untypisch und eindeutig eine Anpassung zur Optimierung der Funktion. Durch die enge Lagerung der Hyphen entsteht eine Transferzellen ähnelnde Struktur (Abbildung 3.3.2; Kottke & Oberwinkler 1987). Transferzellen treten in Pflanzen dort auf, wo für einen raschen Stofftransport über kurze Distanz gesorgt werden muss, so z. B. in Zellen mit Drüsenfunktion oder im Sporophytenfuß von Laubmoosen (Gunning & Pate 1974). Sie werden in Pflanzenzellen durch nach innen gerichtete Auswüchse der Zellwände gebildet, wodurch die anliegende Plasmamembran vergrößert wird. Im Hartigschen Netz wird zwar nur die Hyphenmembran vergrößert, aber die Hyphenwände und die Zellwand bilden einen gemeinsamen, vergrößerten Apoplast, aus dem Nährstoffe von beiden Partnern entnommen bzw. dahin abgegeben werden können (siehe Abbildungen). Die vergrößerte Hyphenmembran dient so dem Mykorrhizapilz und gleichzeitig der Wurzelzelle.

Die hier beschriebenen Strukturen sind zeitlich und räumlich auf die Wachstumsphase der Hyphen und den aktiven Stoffaustausch begrenzt. Alternde und absterbende Hyphenknäuel in Orchideenmykorrhizen und Arbuskel werden in Zellwandmaterial eingeschlossen. Das alternde Hartigsche Netz wird aufgelockert und dient nur noch Nährstofftransport und Nährstoffspeicherung.

Regelung des Nährstoffaustauschs[Bearbeiten]

Mykokorrhizapilze benötigen Glucose, andere Zucker verwerten sie nur unzureichend. Bei der Photosynthese der Pflanzen wird aber Saccharose, ein Disaccharid aus Glucose und Fruktose, gebildet und in die Wurzeln transportiert. Saccharose gelangt über die Endodermis symplastisch, d. h. über Tüpfel in die Wurzelrinde und wird dort symplastisch (von Zelle zu Zelle) und apoplastisch (in den Zellwänden) verteilt. Weder Glomeromycota noch Mykokorrhizapilze unter den Agaricomycetes (Basidiomycota) verfügen über Invertasen, um Saccharose in Glucose und Fruktose zu spalten. Saccharose muss daher im Apoplast der Pflanze (bei Ektomykorrhizen die Zellwand der Rindenzellen, bei Endomykorrhizen der Interfazialraum; Abbildung 3.3.3) durch saure Invertase in Glucose und Fructose gespalten werden (Salzer & Hager 1991; Wright et al. 1998). Die Aktivität der pflanzlichen Invertase steigt im Interfazialraum von Endomykorrhizen im Vergleich zu unbesiedelten Wurzeln um das 2-3 fache an. Ein zuständiges Gen wurde identifiziert und die Expression an Gewebeschnitten nachgewiesen (Schaarschmidt et al. 2006). Ascomyceten, wie Rhizoscyphus ericae oder echte Trüffel (Tuber borchii) verfügen aber über eigene Invertasen (Straker et al. 1992; Martin et mult. 2010; Hacquard et al. 2013).

Glucose- und Fructose werden in die Wurzelzellen über Transportproteine der Zellmembran aufgenommen (Harrison MJ 1996; Nehls et al. 2010). Es wird vermehrt Glucose aus dem Apoplast in besiedelte Rindenzellen aufgenommen, wenn durch den Pilz ein höherer Bedarf entsteht. 20 % bis 50 % der pflanzlichen Zucker werden von den Mykorrhizapilzen verbraucht (Jakobsen 1995; Nehls et al. 2010). Bei erhöhtem Bedarf durch die Mykorrhizen wird die Photosyntheserate gesteigert, mehr Saccharose gebildet und an die Wurzeln geliefert. Voraussetzung ist, dass ausreichend Phosphat und Stickstoff zur Verfügung stehen. In Ektomykorrhizen wurde ein Anstieg von Fruktose im Apoplast gemessen. Da Fruktose die Aktivität der Invertase hemmen kann, wird so eventuell die Glucosezufuhr an den Mykorrhizapilz kontrolliert (Salzer & Hager 1993).

Nur wachsende Hyphenspitzen nehmen aktiv Glucose, Ionen und Aminosäuren im Co- oder Antiport mit Protonen aus dem umgebenden Medium auf (Lew 2011). Die Hyphenwand ist dann noch sehr dünn und unverfestigt (Wessels 1993). Das gilt besonders für Arbuskel und die aktiven Loben des Hartigschen Netzes (Abbildung 3.3.3). Den Arbuskeln von Glomaceae und Acaulosporaceae fehlt sogar die innere, aus ß(1-3)Glucan bestehende Wandschicht (Lemoine et al. 1995). In den wachsenden Spitzen der Hyphen besteht ein starker elektrochemischer Gradient zwischen der Innen- und Außenseite der Plasmamembran, der für die Aufnahme von Nährstoffen entgegen dem Konzentrationsgradienten erforderlich ist. Der elektrochemische Gradient wird, wie auch sonst, über einen an die Plasmamembran gebundenen, H+-ATPase getriebenen Protonentransport aufrecht erhalten (Gianinazzi-Pearson et al. 1991; Sondergaard et al. 2004). Es ist naheliegend aber unzureichend geklärt, dass in den dünnwandigen Spitzenbereichen der Hyphen auch leicht Stoffe in das umgebende Medium, hier der gemeinsame Apoplast von Hyphen und Wurzeln, abgegeben werden können ( Abbildung 3.3.3). Diskutiert werden passiver Efflux und Aquaporine (Dietz et al. 2011; Hacquard et al. 2013).

Abb. 3.3.3 Kontakt zwischen Hyphen und Wurzelzelle bei Endomykorrhiza (a) und Ektomykorrhiza (b); transmissions-elektronenmikroskopische Aufnahmen


Die Regulation des Austausches von Glucose gegen Phosphat wurde bisher nur für arbuskuläre Mykorrhizen geklärt. Die Zuckeraufnahme der Mykorrhizapilze erfolgt mittels Monosaccharid-Transporter der Pilzmembran. Ein solcher Transporter (MST2) wurde für Glomus sp. nachgewiesen (Helber et al. 2011). Zur notwendigen Energetisierung wiesen Requena et al. 2003 mehrere pilzliche ATPase-Gene nach (in Glomus mosseae; GmHA5 und GmPMA1), wovon GmHA5 nur in der symbiotischen Phase und da bereits beim ersten Kontakt zwischen Pilz und Wurzeloberfläche exprimiert wird. Das weist auf eine Zuckeraufnahme bereits über die Haftplatten (Hyphopodien) hin, die auf der Wurzeloberfläche gebildet werden, bevor der Pilz in die Wurzel eindringt (siehe Kapitel Die Strukturen der Mykorrhizen). Der Monosaccharid-Transporter MST2 arbeitet nachweislich nicht nur in den Arbuskeln, sondern auch in interzellulären Hyphen der AM. Arbuskel und feine Hyphen im Interzellularraum dienen also der Glucoseaufnahme (siehe Kapitel Die Strukturen der Mykorrhizen). Der Transporter MST2 nimmt bevorzugt Glucose auf, kann aber auch andere Monosaccharide transportieren wie Xylose, Glucuronsäure, Galacturonsäure, Mannose und Galactose . Diese Zucker wurden, wie erwähnt, zuvor cytochemisch in der Matrix des Interfazialraums nachgewiesen. Gemäß Helber et al. 2011 aktiviert Xylose als Signalmolekül den Monosaccharid-Transporter und ist beteiligt an der Koppelung zwischen der Zuckeraufnahme des Mykorrhizapilzes und der Phosphataufnahme der Pflanzenzelle.

Phosphat wird als Orthophosphat (Pi) mittels Phosphat-Transportern (PT4) aufgenommen, die nur in der periarbuskulären Membran der Pflanze aktiv sind (PT4; MtPT4 in Medicago truncatula, LjPT3 in Lotus japonicus, StPT3 in Kartoffel, Solanum tuberosum; Javot et al. 2007; Pumplin & Harrison 2009; Pumplin et al. 2012). Es handelt sich also um spezifisch symbiotische P-Transporter. Karandashov et al. 2004, wiesen nach, dass PT4 nur aktiv ist, wenn die richtigen Pilzpartner, also Hyphen von Glomeromycota, in Kontakt mit Wurzeln kommen. Pathogene Pilze oder Endophyten lösen keine Aktivierung der Phosphat-Transporter aus. Pilze, die mehr Phosphat liefern, erhalten mehr Zucker und sind so erfolgreicher bei der Mykorrhizierung, wie Kiers et mult. 2011 in einem eleganten Versuch an arbuskulären Mykorrhizen zeigten. Glomeromycota die die Pflanze weniger stark fördern, bilden weniger Arbuskel aus. Die Aktivität des Phosphat-Transporters ist wiederum an einen Protonen Co-Transport gekoppelt, der über H+-ATPase energetisiert wird, die ebenfalls in der periarbuskulären Membran sitzt (Gianinazzi-Pearson et al. 1991; Wang et al. 2014). Die Phosphatübergabe erfolgt ausschließlich über die Arbuskel (Rausch et al. 2001; Harrison et al. 2002; Javot et al. 2007). Arbuskel werden ihrerseits nur vollständig ausgebildet, wenn P-Transporter, Zuckertransporter und H+-ATPasen gleichzeitig aktiv sind (Helber et al. 2011; Wang et al. 2014). Zucker-Transporter und Phosphat-Transporter arbeiten nachweislich gleichzeitig, ihre regulierenden Gene werden gleichzeitig exprimiert. Wird die Pflanze über Mykorrhizapilze mit ausreichend Phosphat versorgt, werden Symbiose unabhängige, pflanzliche Phosphat-Transporter reduziert (Liu et al. 1998).

Bei hohem externen Phosphatangebot werden aber die beiden Symbiose spezifischen Transporter deaktiviert (Helber et al. 2011). Es werden keine Arbuskel ausgebildet und das Wachstum der externen Hyphen wird um ein Vielfaches verringert und folglich auch die Phosphataufnahme aus dem Boden. Nach Ergebnissen von Breullin et al. 2010, reduzieren hohe Phosphatgaben auch den Gehalt an Xylose und somit wahrscheinlich die Aktivierung des Monosaccharid-Transporters. Die Effekte sind schon messbar, bevor die Mykorrhizierung verringert wird. Die Koppelung dieser Prozesse ist somit genetisch fein reguliert und wird durch den jeweiligen Ernährungsstatus beeinflusst. Als Folge von Phosphatdüngung kann die Mykorrhizierung völlig unterbleiben. Es zeigt sich also ein bemerkenswert ökonomisches Verhalten der Pflanze.

In von Arbuskeln besiedelten Zellen sind Plastiden frei von Stärke und ihre Membranstruktur und Physiologie verändert gegenüber tärkehaltigen Plastiden in benachbarten, pilzfreien Zellen (Daher et mult. 2017). Man kann daraus schließen, dass angelieferte Zucker vom Pilz verbraucht werden. Die Autoren schließen auf eine unterversorgte, pflanzliche Zelle, was zum Absterben der Arbukel beitragen könnte. Dem ist allerdings entgegen zu halten, dass Zellen mehrfach von Arbuskeln besiedelt werden können, sodass aktive neben abgestorbenen Arbuskeln gefunden werden. Solange ist offensichtlich ausreichend Glucose in der pflanzlichen Zelle vorhanden.

Es ist zu erwarten, dass ähnliche Regulationsmechanismen auch in anderen Endomykorrhizen und in Ektomykorrhizen in Kürze nachgewiesen werden. Bisher wurde gefunden, dass für die erste Anlage von Mykorrhizen an Sämlingen die Keimblätter als Exporteure von Saccharose außerordentlich wichtig sind. Bei Entfernung oder Verletzung wird kein Hartig Netz angelegt (Bâ et al. 1994). Eine künstlich verminderte Photosynthese führt zu einer geringeren Phosphataufnahme durch Ektomykorrhizen (Bücking & Heyser 2001). Eine höhere Aktivität der Zellen der Wurzelrinde im Bereich des jungen Hartig Netzes deutet auf eine aktive Rolle der Plasmamembran der Rindenzellen im Nährstoffaustausch von Zucker gegen Phosphat. Molekular-genetisch wurden bisher im Hartig Netz pilzliche Glucose-Transporter nachgewiesen, die teilweise hohe Ähnlichkeit mit den Glucose-Transportern von Glomus aufweisen (Hacquard et al. 2013). Die Phosphatübergabe ist ungeklärt.

Weitere Kontrollen der Verteilung des Kohlenstoffs zwischen den Symbioten liegen bei den unterschiedlichen Speichermöglichkeiten von Hyphen und Wurzelzellen. Pflanzen speichern Stärke, die Pilze nicht zugänglich ist und können so den Abfluss von Kohlenhydraten kontrollieren. Stärke wird in nicht besiedelten Zellen und im Zentralzylinder der Wurzeln gespeichert und nur bei Bedarf abgebaut, z. B. für den Austrieb neuer Wurzeln. Pilze speichern Trehalose und Glycogen als Kohlenhydrate sowie Lipide als Fette, die Pflanzen nicht zugänglich sind. Ein Rückfluss der Glucose in die Pflanzenzelle wird so verhindert und ein ständiger Bedarf nach Glucose aufrechterhalten. Der Kohlenstoff-Metabolismus der Ektomykorrhizapilze ist insgesamt gut geklärt und unterscheidet sich nicht von dem saprophytischer Pilze (Deveau et al. 2008). Trehalose ist ein lösliches Disaccharid, das als schnell verfügbarer und transportabler C-Vorrat zur Verfügung steht. Fajardo Lopez et al. 2007, wiesen eine Steigerung der Genaktivitäten für die Synthese von Trehalose im Hartigschen Netz nach (Amanita muscaria AmTPS, AmTPP, AMTP). Gesteigerte Trehalose-Synthese kann durch Kälte und Trockenstress induziert und so der osmotische Wert der Myzelien und damit der Frostschutz von Hyphen verbessert werden (Niederer et al. 1992; Tibbett et al. 2002). Trehalose schützt Proteine in den Membranen vor Austrocknung (Crowe 2007).

Glycogen und Lipide dienen als langfristige Speicherprodukte der Pilze. Bis zu 70 % der Zucker in den Ektomykorrhizen können als Glykogen vorliegen. In Glomeromycota können Lipide mehr als 25 % des Trockengewichtes von Hyphen, Vesikeln und Sporen ausmachen. Es handelt sich um Triacylglyceride, an deren Bildung unterschiedliche Fettsäuren beteiligt sind. Daneben kommen Phospholipde und Glycolipide vor. Ausgangsverbindung für die Bildung von Lipiden ist bei Pilzen und Tieren die Fettsäure C16. Glomeromycota können diese Fettsäure (16:0 und 16:1) nur im intraradikalen Myzel bilden, sind also auch in dieser lebenswichtigen Eigenschaft von der Symbiose abhängig (Trépanier et al. 2005). Nach molekularen Befunden fehlt den Glomeromycota zwar der cytosolische Enzymkomplex, der sonst der Synthese dient, sie haben aber eine Synthesemöglichkeit in den Mitochondrien (Wever et al. 2014). Mit Hilfe der Plasmaströmung gelangen Lipide und Glycogen in die externen Hyphen und in die Sporen der Glomeromycota (Bago et al. 2003). Keimende Sporen der Glomeromycota leben kurzfristig von dieser Lipidreserve.

Signale zur Partnererkennung[Bearbeiten]

Eine Symbiose zwischen freilebenden Organismen, wie Pflanzen und Mykorrhizapilzen, setzt eine Partnererkennung voraus. Diese beginnt breits, bevor Pilz und Pflanzenwurzel in engem Kontakt sind und setzt sich während der Mykorrhzierung in einem komplexen Signalaustausch fort. Dabei werden kleine, leicht zu transportierende Moleküle verwendet, die an spezifische Rezeptoren der Partner binden und weitere Reaktionen aktivieren. Man kann von symbiotischen Signalketten sprechen, durch die Pflanzen Pathogene von Symbionten und Glomeromycota von Rhizobien, trotz vieler Gemeinsamkeiten, unterscheiden. Wenig bekannt ist bisher über die Signalketten in Ektomykorrhizen, Orchideen und Ericaceen.

Alle Pflanzenwurzeln, die arbuskuläre Mykorrhizen bilden, geben Strigolactone als Botenstoffe ab, um Glomeromycota weitgehend unspezifisch anzulocken. Rhizobien nutzten später diese Erkennung, genauso wie einige pflanzliche Wurzelparasiten. Der Botenstoff, das Hormon Strigolacton, stammt aus dem Carotinoid-Stoffwechsel und wurde zunächst als Signalmolekül für die Keimung der Samen des Wurzelparasiten Striga (Orobanchaceae, Sommerwurzgewächse) entdeckt, daher der Name. Strigolactone, Strigol, Orobanchol, Solanacol und Isomere, aktivieren in Sporen und Hyphen schon bei sehr geringer Konzentration (10-13M) und sehr rasch den Energiestoffwechsel (Besserer et mult. 2006), regen damit die Sporenkeimung an und stimulieren Wachstum und Verzweigung der Hyphen. Strigolactone sind die bisher einzigen, nachgewiesenen Signalstoffe mit derartiger Wirkung und unter den arbuskulär mykorrhizierten Pflanzen allgemein verbreitet (Parniske 2008; Gough & Bécard 2017).

Strigolactone werden von der Wurzel vermehrt unter Phosphatmangel abgegeben, stimulieren also besonders Symbioten, die die Phosphataufnahme verbessern (López-Ráez et mult. 2008). Nach der Besiedelung durch Glomeromycota wird die Produktion von Strigolactonen stark verringert, eventuell als Folge der besseren Phosphat-Versorgung. Gleichzeitig wird die Keimung und Besiedelung durch die Wurzelparasiten Striga oder Orobanche (Sommerwurzen) deutlich gesenkt (Lendzemo et al. 2007).

Mykorrhizapilze geben ihrerseits Signalmolküle (sog. Effektoren) ab, die von entsprechenden, spezifischen Rezeptor-Proteinen in der Zellmembran der Pflanzenwurzel als Symbionten zugehörig erkannt werden (Plett & Martin 2012; Oldroyd 2013). Bereits in der Vorbereitungsphase, also noch vor einem engen Kontakt mit der Wurzel, stimulieren Lipo-Chitooligosaccharide (LOCs) von Glomeromycota Wachstum und Verzweigung von Wurzeln (Maillet et mult. 2011). Diese LOCs wurden zunächst als Myc-Faktoren bezeichnet und sind, wie der Name sagt, kurzkettige Chitingerüste mit entsprechenden Anhängseln. Sie ähneln den „Nod-Faktoren“ bei der Knöllchenbildung, sind aber nicht identisch. Ihre Bindung an spezielle Rezeptoren der Zellmembran der Wurzelrindenzellen löst über einen noch nicht bekannten Botenstoff eine rhythmische Veränderung des Gehaltes an Calcium-Ionen im Zellkern benachbarter Zellen aus (sog. Cacium-Spiking), das weitere, komplexe Aktivierungen und symbiose-spezifische Umprogrammierungen in den Wurzelzellen bewirkt, die letztlich zur Ausbreitung des Myzels und zur Anlage der Arbuskel führen (Luginbuehl & Oldroyd 2017).

Als Signalgeber der Pilze wirken auch kleine Proteinmoleküle (SPs – small proteins oder SSPs – small secreted proteins), die von den Hyphen abgegeben, von der Wurzel aufgenommen und in die Zellkerne transportiert werden, wo sie symbiose-spezifische, genetische Signalketten auslösen. Bisher wurde ein solches Protein von Glomus intraradices genauer charakterisiert (Kloppholz et al. 2011). SP7 bewirkt im Kern der Wurzelzelle eine Absenkung der Abwehr durch Ethylen, die bei parasitischem Angriff erhöht würde (Gutjahr & Parniske 2013). Eine ähnliche Wirkung auf den Abwehrmechanismus durch ein solches „kleines Protein“ (MiSSP7) zeigten Plett et mult. 2014 für Laccaria bicolor bei der Ektomykorrhizierung der Pappel. Dieses Signalmolekül leitet die Unterdrückung von Genen ein, die von Jasmonsäure aktiviert werden und zu einer Abwehr des Symbionten führen würden.

Oberflächenvergrößerung durch freies, extraradikales Myzel[Bearbeiten]

Abb. 3.4.1 Mykorrhizen mit extraradikalem Myzel (Pfeile); W Trägerwurzel

Von den Mykorrhizen ausgehend und durch sie gefördert, breiten sich die Hyphen im Boden aus und bilden das freie oder „extraradikale Myzel“ (außerhalb der Wurzel/radicula) (Abbildung 3.4.1). So entsteht eine stark vergrößerte, äußere Oberfläche der Wurzel, die die Wasser- und Mineralaufnahme der Pflanzen um ein Vielfaches verbessert. Glomeromycota können noch aus 12 cm Entfernung von der Wurzel Phosphat aufnehmen (Li et al. 1991) und zwischen der Fähigkeit, einen großen Bodenraum zu erschließen und der Phosphataufnahmerate wurde ein enger, artspezifischer Zusammenhang gefunden (Munkvold et al. 2004). Ektomykorrhizapilze breiten sich artspezifisch weit, bis zu 10 cm Entfernung von der Wurzel im Boden aus, wobei sich unterschiedliche „Explorationstypen“ mit kurzen, mittleren und langen Distanzen unterscheiden lassen (Weigt et al. 2012).

Das Myzel setzt sich aus sehr feinen Hyphenenden, die die Mobiliserung und Aufnahme der Nährstoffe übernehmen, und Transporthyphen zusammen, in denen Nährstoffe zur Mykorrhiza transportiert werden. Transporthyphen haben einen größeren Durchmesser oder können zu mehr oder weniger differenzierten Hyphensträngen, in oft arttypischer Weise gebündelt werden (Agerer 1991). Zur Versorgung der wachsenden Hyphen erfolgt ein Kohlenhydrattransport in Gegenrichtung. Nur die wachsenden Hyphenspitzen sind aktiv an der Mineralaufnahme beteiligt, geben Enzyme ab und säuern den Boden durch Protonenabgabe, z. B. bei der Aufnahme von Ammonium an. Die feinen, reich verzweigten, absorbierenden Hyphen haben aber nur eine kurze Lebenszeit und müssen daher laufend neu gebildet werden (Glomeromycota 5-7 Tage; Bago et al. 1998; Staddon et al. 2003).

Die feinen Saugwurzeln der Pflanzen können Makronährelemente wie Phosphat, Nitrat, Ammonium, Calcium, Magnesium sowie Mikronährelemente wie Zink nur aus dem Boden aufnehmen, wenn diese in Lösung vorliegen. Wurzeln können auch in einem gewissen Umfang das Bodenmilieu verändern und durch Abgabe von Protonen oder organischen Säuren Mineralien in Lösung bringen. Feinstwurzeln (< 0.5 mm Durchmesser) können aber nur in Bodenhohlräume eindringen und mit den Wurzelhaaren von etwa 10 µm Durchmesser Wasser und gelöste Substanzen aus Grobporen (50 – 10 µm) aufnehmen. Für Ionen, die nur eine geringe Diffusionsrate aufweisen wie Phosphat oder Ammonium, entsteht aber rasch eine Verarmungszone um die Wurzel. Pilzhyphen mit einem Durchmesser von < 5 µm, meist 2- 3 µm, können in Mittelporen (10 – 0.2 µm) der Bodenaggregate eindringen und damit Haftwasser (pF Wert 2.5 – 4.2) und darin gelöste Substanzen erreichen oder enzymatisch aufschließen. Versuche haben gezeigt, dass gerade an den Aggregatoberflächen ein großes Nährstoffpotential durch die Hyphen der Mykorrhizapilze erschlossen werden kann (von Wilpert et al. 1996). Mykorrhizapilze können auch Mineralien aus Gestein freisetzen (engl. mineral weathering), indem sie Protonen und organische Säuren abgeben wie Oxalsäure, Citronensäure, Ameisensäure oder Essigsäue und so zur besseren Versorgung mit Ca, Mg, K und Fe beitragen (Übersicht über Nachweise in Courty et al. 2005).


Die Phosphatversorgung[Bearbeiten]

Da Phosphatmangel die häufigste Ursache von Wuchsstörungen bei Pflanzen ist und alle Mykorrhizapilze eine entscheidende Verbesserung der Versorgung bewirken, wurden diese Vorgänge seit langem intensiv untersucht (Plassard & Dell 2010). Phosphat kommt in der Natur als Apatit (Ca3(PO4)2x Ca(Cl,F)2 und Phosphorit Ca3(PO4)2 im Gestein vor, in humushaltigen Böden liegen aber überwiegend Phytate (Myoinositolphosphate), Nukleinsäuren oder Phospholipide vor. In den humosen Böden der temperaten und tropischen Bergwälder kann der Anteil an organisch gebundenem Phosphat bis zu 90 % betragen (Wilcke et al. 2002). Phosphat wird aber von Pflanzen und Pilzen nur in Form von Orthophosphat (H2PO4', HPO4’’) aufgenommen. Da eine Dissoziation von Phosphaten nur im sauren Bereich erfolgt, ist in Böden mit einem pH Wert über 5.6 bereits mit nur geringen Mengen an gelöstem Phosphat zu rechnen. Wurzeln und Bodenmikroorganismen können zwar durch Abgabe von Protonen und organischen Säuren den pH Wert absenken und Phosphat aus dem Gestein oder mittels saurer Phosphatasen auch aus Phytat freisetzen, der Beitrag der Mykorrhizapilze zur Phosphatfreisetzung durch Abgabe von niedermolekularen organischen Säuren, insbesondere von Oxalsäure bei Ektomykorrhizapilzen, Acetat, Formiat, Citrat und Malat bei Glomeromycota sowie der Aktivität von Phosphatasen ist aber um ein Vielfaches höher (sog. „rock eating fungi“, Jongmans et al. 1997).

Die Aktivität saurer Phosphatasen (Phosphomonoesterase und Phosphodiesterase) und die Hydrolysierung von Inositolhexaphosphat und anderer organischer Phosphatverbindungen wurde experimentell an Mykorrhiza-Kulturen mit Glomus intraradices nachgewiesen (Koide & Kabir 2000; Joner et al. 2000a). Eine Mithilfe von Bakterien zur Abspaltung von organisch gebundenem Phosphat ist daher auch bei Glomeromycota nicht erforderlich. Die Aktivität der sauren Phosphatase steigt bei zunehmendem Phosphatmangel, z. B. bei Erhöhung des pH-Wertes an. Ezawa et al. 2005, zeigten mit molekularen Nachweisen, dass Glomus etunicatum zusätzlich die Abgabe saurer Phosphatasen der Wurzel stimulieren kann. Auch Agaricomycotina und Ascomycota verfügen über saure Phosphatasen, mit deren Hilfe sie Orthophosphat aus organischen Verbindungen freisetzen können (McElhinney & Mitchell 1993). Versuche mit Laubstreu zeigten eine effiziente Verwertung (Perez-Moreno & Read 2000). Das Myzel von Rhizoscyphus (=Hymenoscyphus) ericae (Ascomycota) ist besonderes effektiv. Saure Phosphatasen in der fibrillären Oberfläche des Myzels, die nicht von Fe- und Al-Ionen gehemmt werden, ermöglichen die Nutzung von Fe- und Al-Hydroxyphytaten als P-Quelle und können so Erikagewächse auf sehr sauren Standorten mit Phosphat versorgen (Read et al. 2004). Zwischen einzelnen Pilzarten bestehen große Unterschiede; ein durchschnittlicher Beitrag der Hyphen zur P-Aufnahme der Pflanzen liegt bei 70-80 % (Plassard & Dell 2010). Nur Proteaceae, die keine Mykorrhizen bilden, dafür aber über ein besonders feines, dicht behaartes, enzymatisch aktives Wurzelsystem verfügen („proteoide Wurzeln“), zeigen höhere Phosphatase-Aktivitäten als mykorrhizierte Bäume (Steidinger et al. 2015).

Die Aufnahme von Orthophosphat erfolgt aktiv über Membran gebundene Transportproteine, die sowohl für Glomeromycota als auch für Mykorrhizapilze unter den Agaricomycotina nachgewiesen wurden (Javot et al. 2007; Plassard & Dell 2010). Die Membranproteine arbeiten als Protonen gekoppelter Symport und entsprechen einem aktiven, hochaffinen Aufnahme-System, d.h. die Phosphat-Aufnahme erfolgt bei sehr geringen Phosphat-Konzentrationen in der Bodenlösung (Km 1-10µM bzw. 55µM). Der GvPT- Transporter (Km 18 µM) in Glomus versiforme wird nur im extraradikalen Myzel, nicht in der Mykorrhiza exprimiert, gleichzeitig wird die P-Aufnahme der Wurzel verringert (Harrison & van Buuren 1995). Dagegen nimmt der Phosphat-Transporter GigmPT von Gigaspora margarita im freien, extraradicalen Myzel, sowie in den inter- und intrazellulären Hyphen Phosphat auf (Xie et mult. 2016). Phosphat-Aufnahme erfolgt, im Unterschied zur Zuckeraufnahme, auch in "aktivierten" Keimschläuchen und Sporen von Glomeromycota, d. h. nach Zugabe von Wurzelexudaten und CO2 (Lei et al. 1991), ohne diese Stimulation aber nur nach Ausbildung einer Mykorrhiza. Mehrheitlich werden die Transportproteine und die zugehörigen Gene aktiv, wenn das Phosphatangebot gering und die Versorgung der Pflanzen niedrig ist.

Eine weitere Eigenschaft von Pilzen ist die Fähigkeit, Phosphat in Vakuolen zu langen Ketten aneinander zu fügen, Polyphosphate zu bilden und so Phosphat osmotisch unwirksam zu speichern (Klionsky et al. 1990; Cole et al. 1998). Der Transport erfolgt in den Vakuolen über weite Strecken, wobei auch Aquaporine und der Wasserstrom beteiligt sind (Kikuchi et al. 2016). Die Fähigkeit der Pilze Polyphosphate zu bilden war mit Sicherheit eine wichtige Voraussetzung für die Entstehung und die langfristige, erfolgreiche Verbreitung der Mykorrhiza-Symbiosen (Hijikata et al. 2010).

Abb. 3.4.2 Formel und Spektren von Polyphosphat

Synthese und Abbau von Polyphosphaten in Pilzen sind gut untersucht und schwerpunktmäßig in Hefe (Saccharomyces cerevisiae) und Neurospora crassa geklärt worden (Beever & Burns 1980; Schröder & Müller 1999). Es handelt sich um energiereiche -P-O-P- Bindungen (Phosphoanhydrid-Bindung), die nicht nur eine Phosphatreserve sondern auch ein Energiedepot darstellen (Abbildung 3.4.2). Mit Hilfe der Röntgenmikroanalyse (EDXA) kann Phosphor, mit der Elektronen-Energieverlust-Spektroskopie (EELS/EF-TEM) auch polyPi an der Nahkantenfeinstruktur nachgewiesen werden (Kottke & Martin 1994; Bücking et al. 1998; Abbildung 3.4.2). Saito et al. 2006, nutzten die gelbe Fluoreszenz unter UV-Licht nach DAPI-Färbung (6-diamidino-2-phenylindole) und Antikörper-Markierungen zu einer eindrucksvollen Darstellung der Polyphosphate in Phialocephala fortinii, einem endophytischen Pilz in Wurzeln (engl. „dark septate endophyte“). Kuga et al. 2008 führte einen ähnlichen Nachweis (EF-TEM und Antiköper) an gefriersubstituierten Schnitten von Gigaspora margarita (Glomeromycota) Myzel durch.

Abb. 3.4.3 Polyphosphat im Licht- und Elektronenmikroskop

Polyphosphate werden je nach Kettenlänge (drei bis mehrere tausend Atome) gelöst oder gelartig in den Vakuolen gespeichert (Saito et al. 2006). Polyphosphate bis zu einer Kettenlänge von 20 Einheiten sind säurelöslich und füllen in gelartiger Form die Vakuolen der Hyphen, längerkettige bilden Niederschläge. Durch Bindung von Kationen wie Aluminium können schwer lösliche Komplexe gebildet werden (Martin et al. 1994). In den extraradikalen Hyphen kommen eher langkettige Polyphosphate, in den interradikalen kurz- und langkettige vor (Solaiman et al. 1999; Ohtomoto und Saito 2005).

Entwässerung, wie bei der Einbettung in Kunstharz oder der Färbung mit Toluidin führt zu längeren Ketten und zur Bildung von bereits im Lichtmikroskop sichtbaren, metachromatischen, mehrfarbigen Niederschlägen (sog. Volutingrana; Abbildung 3.4.3). Kryofixierte Hyphen in den Mykorrhizen zeigen dagegen diffus gefüllte Vakuolen. Da Phosphate Osmium binden, erscheinen die Niederschläge im Transmissions-Elektronenmikroskop als dunkle, elektronendichte Körper (Abbildung 3.4.3). Polyphosphate wurden vereinzelt auch in den Zellwänden von Hyphen gefunden, vermutlich gebunden an Mannan, Chitosan oder anderen Wandbestandteilen (Väre 1990; Kuga et al. 2008). Die Bedeutung ist unklar. Es ist nicht auszuschließen, dass es sich um Präparationsartefakte handelt (Beever & Burns 1980).

Polyphosphate können als Polyanion metallische Kationen wie K, Ca, Mn, Mg, Zn, Fe, Cu, Cd, Cs, Al binden (Abb. 3.4.2, EDX-Spektrum). Eine gesteigerte Phosphataufnahme kann so auch die Versorgung mit mineralischen Nährelementen verbessern, so für Zn und Cu, die für über 70 Enzyme notwendig sind (George et al. 1994). Polyphosphate können aber auch schützend wirken, wenn sie potentiell toxische Elemente wie Al in Form von Aluminiumhydoxyphosphat-Komplexen unterschiedlicher Kettenlänge irreversibel binden (Abbildung 3.4.2) (Martin et al. 1994; Kottke & Martin 1994). Das für nicht mykorrhizierte Wurzeln schädliche, freie Aluminium wird in den Hyphen gespeichert und gelangt so nur in sehr geringen Mengen in die Pflanze. Studien an mykorrhizierten Baum-Sämlingen fanden keine Beeinträchtigung der physiologischen Funktionen durch Aluminium (Cumming & Weinstein 1990). An den Myzelien lassen sich auch nach längerer Exposition keine zellulären Schäden erkennen. Daher sind dem Aluminium zugeschriebene Schäden an mykorrhizierten Bäumen eher auf Phosphatfestlegung in Al-Polyphosphaten und damit P-Mangel als auf Al-Toxizität zurückzuführen. In den Polyphosphaten werden auch basische Aminosäuren, insbesondere Arginin, Glutamin und Glutamat in erheblichem Umfang und in osmotisch unwirksamer Form gespeichert und transportiert (Cruz et mult. 2007; Abbildung 3.4.3). N wurde auch mittels ESI-Spektroskopie in den Polyphosphaten nachgewiesen (Abbildung 3.4.3; Turnau et al. 1993; Dexheimer et al. 1996; Kottke et al. 1998).

Die Menge der Polyphosphate korreliert zum P-Angebot und zum Versorgungszustand des Myzels und kann über 10 % des Trockengewichtes der Hyphen ausmachen. Die P-Konzentration in den Hyphen kann 1000-fach über dem Bodenwert liegen. Hijikata et al. 2010, bestimmten den Anteil an Polyphosphat zum gesamten Phosphat-Gehalt der extraradikalen Hyphen einer Glomus Art als über 60 %. In den Hyphenmänteln des Maronenröhrlings (Xerocomus badius) wurde eine Hyperakkumulation von Polyphosphat gefunden (Kottke et al. 1998).

In den Arbuskeln und den Hyphen des Hartigschen Netzes werden die Polyphosphate mit Hilfe von Endo- und Exophosphatasen abgebaut und Orthophosphat in den Apoplast/Interfazialraum abgegeben, ein passiver, konzentrationsabhängiger Efflux (Solaiman & Saito 2001; Kiers et mult. 2011). Auch hierbei wurde eine Regulation des Nährstoffaustausches zwischen den Partnern gefunden: wird weniger Zucker geliefert bleibt mehr Phosphat in den langkettigen Polyphosphaten gebunden (Bücking and Shachar-Hill 2005).


Die Stickstoffversorgung[Bearbeiten]

Stickstoff im Boden[Bearbeiten]

Stickstoffverbindungen gelangen ausschließlich durch Organismen in den Boden. Luftstickstoff (N2) bindende Bakterien (Cyanobakterien, Actinomyceten, Rhizobien) sind die wesentliche primäre Quelle für den Stickstoffgehalt des Bodens. Abgestorbene Pflanzen, Tiere und Pilze stellen einen weiteren großen Vorrat dar, der im Humus festgelegt wird. Die organischen Reste müssen von Bodenorganismen aufgeschlossen werden, um in löslicher Form als Aminosäuren, Ammonium und Nitrat von Pflanzenwurzeln direkt aufgenommen zu werden. Der Anteil der löslichen Stickstoffverbindungen hängt von Bodentyp, Vegetation und Klima ab. Während Nitrat frei beweglich im Bodenwasser vorkommt, dadurch aber auch leicht ausgewaschen wird, ist Ammonium wenig mobil und an Bodenteilchen gebunden. Inselsbacher & Näsholm 2012 wiesen kürzlich mit Hilfe einer Mikrodialyse im Feld nach, dass Aminosäuren 80 % des pflanzenverfügbaren, diffusiblen Stickstoffs im Boden borealer und arktischer Wälder bilden, Ammonium und Nitrat dagegen nur 10 % beitragen. Die Mehrzahl bisheriger Arbeiten berücksichtigte nur Ammonium und Nitrat aus wässrigen Bodenextrakten für die Pflanzenernährung, wobei Ammonium 80 % der Fraktionen stellte. Die neuen Ergebnisse zeigen die Wichtigkeit von Analysen an ungestörten Bodenproben.

Während leicht eine N-Verarmungszone um die Wurzel entsteht, können die wachsenden Hyphen der Mykorrhizapilze entferntere Bodenteilchen erreichen und so eine vergrößerte Oberfläche der mykorrhizierten Wurzel bewirken. Glomeromycota steigern nur auf diese Weise die Stickstoffaufnahme der Pflanzen (Abbildung 3.4.4). Der größte Vorrat an Stickstoff im Boden ist jedoch organisch gebunden, häufig in phenolhaltigen Proteinen festgelegt und in dieser Form Pflanzenwurzeln und Glomeromycota nicht zugänglich (Kleber et al. 2015). Agaricomycetes und Asomycota können jedoch organisch gebundenen Stickstoff verwerten und ihre Mykorrhizapilze tragen so erheblich zur Stickstoffversorgung der Pflanzen bei (Abbildung 3.4.4).

Die Enzymaktivitäten von Mykorrhizapilzen sind zwar durchgängig geringer als die ihrer saproben Verwandten (z. B. Lepista nuda/Violetter Rötelritterling und Suillus bovinus/Kuhröhrling in Colpaert & Laere 1996) und unterscheiden sich auch von Art zu Art (Lilleskov et al. 2002), die geringere Abbauleistung der Mykorrhizapilze und damit eine eventuell verringerte Konkurrenzfähigkeit um mineralische Nährstoffe kann aber durch die wesentlich bessere Versorgung mit Kohlenhydraten über die Mykorrhiza kompensiert werden (Leake et al. 2001). Eine Konkurrenz zwischen Saprobionten und Mykorrhizapilzen um Nährstoffe im Boden wird auch dadurch verringert, dass zumindest in Waldböden eine Verteilung auf unterschiedliche Bodenhorizonte erfolgt (Abbildung 3.4.4; Lindahl et al. 2007; Clemmensen et al. 2013). In der oberflächlichen Nadel- und Laubstreu leben vornehmlich Saprobionten (Weißfäule- und Braunfäulepilze). Diese Pilze decken ihren Nährstoff- und Energiebedarf aus dem Abbau der pflanzlichen Zellen. Im stärker zersetzten Fermentationshorizont und den darunter liegenden Humusschichten herrschen die Myzelien der Mykorrhizapilze vor, die insbesondere Stickstoff und Phosphat aus den von Saprobionten vorfermentierten Zellresten aufnehmen (Lindahl et al. 1999; Genney & Anderson 2006). Zwischen den Humushorizonten sind feine Zonierungen im Grad des Abbaus zu beobachten, die auch von unterschiedlichen Pilzarten bevorzugt werden (Abbildung 3.4.4). So findet man z. B. die leuchtend gelben Myzelien und Mykorrhizen von Piloderma croceum (Safrangelber Hautrindenpilz) in den obersten Humusschichten, die von Täublingen (Russula spp.) bevorzugt in tieferen, schon mit Mineralien durchsetzten Horizonten (Abbildung 5.7.2; Haug et al. 1986).

Abb. 3.4.4 Bodenhorizonte und Pilze in temperaten und tropischen Wäldern


Stickstoffaufnahme aus dem Boden[Bearbeiten]

Glomeromycota haben keine Ektoenzyme zum Abbau organischer N-Verbindungen, nehmen aber Ammonium, Nitrat und Aminosäuren bis zu mehreren cm Entfernung im Umkreis der Wurzeln aus dem Fermentationshorizont auf, wenn diese durch Mikroorganismen frei gesetzt werden (Hodge et al. 2001; Bago et al. 1996; Jin et al. 2005). Ammonium- und Nitrat-Transporter sowie Aminosäure-Permeasen wurden nachgewiesen (López-Pedrosa et al. 2006; Fochi et al. 2017). Glomeromycota können Ammonium oder Nitrat aber nur aufnehmen wenn ihre Kohlenhydratversorgung durch die Pflanze gesichert ist, d. h. nur in Symbiose (Bago et al. 1996). Auch externer Kohlenstoff in Form von Acetat steigert die Stickstoffaufnahme nicht (Fellbaum et al. 2012). Eine verbesserte N-Aufnahme steht auch in engem Zusammenhang mit der gesteigerten P-Aufnahme durch die Mykorrhizapilze.

Die Mykorrhizapilze unter den Agaricomycotina nehmen ebenfalls Ammonium, Nitrat und Aminosäuren auf, zusätzlich Dipeptide und Oligopeptide, wobei aber Ammonium bevorzugt wird (Müller et mult. 2007). Nitatreduktase ist zwar bei vielen Mykorrhizapilzen vorhanden, aber wenig aktiv. Bei gleichzeitigem Angebot von Ammonium und Nitrat, kann Nitrat zusätzlich aufgenommen aber nicht immer verwertet werden (Botton & Chalot 1995). In dem Orchideen-Symbionten Tulasnella calospora (Agariconycetes) wurden sowohl Ammoniumtransporter als auch Aminosäure-Transporter gefunden, aber keine Möglichkeit zur Aufnahme von Nitrat (Fochi et al. 2017; Nurfadilah et al. 2013). Der Orchideen-Symbiont Ceratobasidium kann hingegen Nitrat verwerten.

Die Mykorrhizapilze unter den Agaricomycotina und Ascomycota können aber Stickstoff aus organischen Verbindungen gewinnen, da sie im Unterschied zu den Glomeromycota über Peroxidasen und Proteasen verfügen. Sie verwerten vor allem Stickstoff aus Humusbestandteilen, der darin in stabilen Komplexen in Form von Proteinen, Peptiden oder Aminosäuren gebunden ist (Abuzinadah & Read 1986a, b, c; Finlay et al. 1992; Shah et mult. 2016). Totes Myzel der Pilze stellt ebenfalls ein großes Depot für Stickstoff im Boden dar, das von Mykorrhizapilzen verwertet werden kann. Es müssen zunächst die Humus-Komplexe über oxidative Reaktionen aufgebrochen und anschließend die organischen Verbindungen enzymatisch abgebaut werden (Tunlid et al. 2017).

Während Weißfäulepilze über eine ganzes Bündel an Oxidasen und Enzymen verfügen, um Holz, einschließlich des Lignins, abzubauen, haben Braunfäulepilze und Mykorrhizapilze nur eine eingeschränkte Ausstattung. Mykorrhizapilze bauen mit Hilfe von Mangan-Peroxidasen und Laccasen Humusbestandteile ab (Timonen & Sen 1998). Mangan-Peroxidasen oxidieren Mn(II) zu Mn(III), das mit Oxalsäure oder anderen organischen Säuren Komplexe bildet, die dann polyphenolhaltige Substrate oxidieren und abbauen (Bödeker et al. 2009). Laccasen (EC 1.10.3.2; p-Diphenyl:Dioxid Oxido-Reductasen) sind Multikupferoxidasen, die ein breites Spektrum von phenolischen Substraten oxidieren bei gleichzeitiger Reduktion von molekularem Sauerstoff zu Wasser ohne Bildung von Peroxid (Rivera-Hoyos et al. 2013).

Mykorrhizapilze sind wiederholt aus Braunfäulepilzen hervorgegangen und haben daher auch etwas unterschiedliche Abbaumechanismen und -fähigkeiten. Chen et al. 2001 fanden eine Mn-Peroxidase und bis zu vier Lignin-Peroxidasen in Kulturen von Piloderma byssinum, P. croceum und Tylospora fibrillosa, drei in humusreichen Fichtenwäldern weit verbreitete Mykorrhizapilze aus der Familie der Atheliaceae. Bödeker et al. 2009 wiesen LiPs und MnPs besonders in Fruchtkörpern von Täublingen (Russula spp.), Milchlingen (Lactarius spp.) und Schleierlingen (Cortinarius spp.) nach, Arten die bisher als rein symbiotisch angesehen wurden. In Mykorrhizapilze wurden zahlreiche Gene, die für Laccasen kodieren, nachgewiesen, so in Lactarius spp., Russula spp., Rhizopogon luteolus, Piloderma croceum, Tylospora fibrillosa, Tuber borchii (Chen et al. 2003; Courty et al. 2005; Martin et al. 2010; Shah et mult. 2016). Das Genom von Cortinarius glaucopus kodiert 11 Peroxidasen, vergleichbar viele wie Weißfäulepilze (Bödeker et al. 2014). Laccasen sind demnach für die Mykorrhizapilze wichtiger als Peroxidasen beim Zugang zu Stickstoff am Naturstandort. Arten, die sich weit im Boden ausbreiten, sind dabei effektiver als solche mit wenig Myzel und nur geringerer Ausbreitung (Hobbie & Agerer 2010). Entsprechend sind Suillus luteus (Butterröhrling) und Paxillus involutus (Kahler Krempling) sehr effektive Humuszersetzer (Shah et mult. 2017).

Eine chemisch basierte Untersuchung zum Abbau von Streuextrakten durch den Kahlen Krempling (Paxillus involutus) zeigt Veränderungen der Seitenketten von Phenolringen aber keinen Abbau der Phenolringe selbst (Rineau et al. 2012). Der Kahle Krempling bildet Involutin eine Verbindung, die Fe3+ reduzieren kann und damit eine sog, Fenton-Reaktion wahrscheinlich macht. Die Fenton-Reaktion ((H2O2+Fe2+ + H+ = H2O+Fe3+ + ·OH) ist ein wesentlicher Teil des oxidativen Humusabbaus bei Braunfäulepilzen. Involutin wurde bisher nur in den nächsten Verwandten des Kahlen Kremplings nachgewiesen. Andere Ektomykorrhizapilze verfügen aber auch über oxidative Mechnismen, die Eisen reduzieren können (Shah et mult. 2017).

Interessanter Weise enthalten alle von Bödeker et al. 2009 untersuchten Proteinsequenzen eine Aminosäure (D175), die essentiell ist für die Oxidation von Mn2+ zu Mn3+, aber die wichtigste Bindungsstelle (W164/W172) für die Oxidation von Aromaten fehlt. Das könnte bedeuten, dass die Peroxidasen der Mykorrhizapilze nicht die gleiche Bandbreite für den Substratabbau, z. B. von Lignin, haben wie echte Weißfäulepilze (Hatakka 1994; Kohler et mult. 2015). Der Abbaumechanismus ist vielmehr ähnlich dem von Braunfäulepilzen, von welchen sich die Mykorrhizapilze ja mehrfach ableiten (Rineau et al. 2012).

Saure Proteinasen wurden in Reinkulturen auf künstlichen Substraten (BSA Bovine-Serum-Albumin, Gliadin, Blütenpollen, Laubstreu) zahlreicher Mykorrhizapilze nachgewiesen (Liste in Leake & Read 1997; Nehls et al. 2001). Besonders hohe Aktivitäten wurden für Hymenoscyphus ericae (Leotiomycetidae, Ascomycota) gefunden, ein häufiger Mykorrhizapilz von Erikagewächsen auf saurem Humus. Gene für Proteasen sind bei den Mykorrhizapilze unter den Agaricomycotina weit verbreitet und gegenüber Saprobionten nicht verringert, z. T. sogar vermehrt worden (Martin et mult. 2008 und Martin et mult. 2010; Wolfe et al. 2012). Damit können diese Pilze Proteine abbauen und die daraus gewonnenen Aminosäuren, z. T. auch kurze Peptide (Oligopeptide) aufnehmen (Chalot & Brun 1998).

Speicherung, Transport und Übergabe an die Pflanze[Bearbeiten]

Das aufgenommene Ammonium wird zur Bildung von Aminosäuren verwendet und bevorzugt als Arginin, aber auch Glutamin und Glutamat gespeichert (Chalot et al. 2006; Cruz et mult. 2007). Die Stickstoffspeicherung der Myzelien hängt von der Photosyntheseleistung und dem Transport von Saccharose in die Wurzeln ab (Högberg et mult. 2010; Fellbaum et al. 2012). Die Speicherung erfolgt in Vakuolen, osmotisch unwirksam an Polyphosphate gebunden und wird auf diese Weise in die Mykorrhizen transportiert (Jin et al. 2005). Der Transport erfolgt rasch, am untersuchten Beispiel wurden 3 nmol N mg-1 Trockenmasse h-1 transportiert (Cruz et mult. 2007). Nur ein geringer Teil (3 - 30 %) des aufgenommenen Stickstoffs wird aber an die Pflanze weitergegeben, der größte Teil bleibt im freien Myzel (Hodge & Fitter 2010). Bei Freilanduntersuchungen wurde gezeigt, dass Ektomykorrhizen die größten Stickstoffspeicher unter den Bodenorganismen sind. Die Speicherung im Myzel verhindert die Auswaschung aus dem Boden. Der gespeicherte Stickstoff vermindert auch die Menge an frei verfügbarem Stickstoff im Boden und verstärkt so die Abhängigkeit der Bäume von den Mykorrhizapilzen (Franklin et al. 2014). Ähnliches kann für die Speicherung von langkettigen Polyphosphaten gelten (Kiers et mult. 2011). Auch hier liegt also wieder ein sich selbst verstärkender Effekt der Symbiosen vor.

Sowohl Aminosäuren (Glutamin, Glutamat, Arginin) als auch Ammonium gelangen von den Hyphen zunächst in den Apoplast der Wurzel und werden dort über unterschiedliche Mechanismen von den Wurzelzellen aufgenommen. Sowohl für Glomeromycota als auch für Agaricomycotina und Tuber melanosporum (Ascomycota), wurde gezeigt, dass Arginin mittels Arginase und Urease abgebaut wird und NH4+ in den periarbuskulären Raum (Interfazialraum) bzw. die Zellwand gelangt (Chalot et al. 2006; Dietz et al. 2011; Hacquard et al. 2013). Da das Zellwandmilieu einen ph-Wert von 4.5 bis 5.5 hat, ist Ammonium in der protonierten Form vorhanden, wird aber zu NH3 deprotoniert bevor es mittels Ammoniumtransporter von der Pflanzenzelle aufgenommen wird. In Orchideenkeimlingen mit Tulasnella calospora konnte dieser Mechanismus nicht gefunden werden. Hier nehmen die Hyphen Ammonium aus dem perihyphalen Apoplast auf und geben Aminosäuren an die Pflanze ab (Fochi et al. 2017).

Die Übergabe von Stickstoff an die Pflanze erfolgt bei Glomeromycota nach derzeitigem Wissensstand nur in Form von Ammonium (Bücking & Kafle 2015; Koegel et al. 2015). Symbiose-spezifische Ammoniumtransporter wurden in Medicago truncatula und Lotus japonicus gefunden (Gomez et mult. 2009; Guether et al. 2009). Die Ammoniumübergabe an die Pflanze steigt, wenn mehr Zucker an den Pilz geliefert wird (Fellbaum et al. 2012). In Ektomykorrhizen werden Wahrscheinlich Ammonium und Aminosäuren von der Pflanze übernommen (Chalot & Brun 1998; Chalot et al. 2006). Die Vorgänge sind aber noch nicht geklärt (Müller et mult. 2007). Erste Ergebnisse am Orchideen-Symbionten Tulasnella calospora (Agariconycetes) zeigen, dass überwiegend Aminosäuren (Arginin, Lysin, Histidin) von den Zellen des Protocorms aufgenommen werden. Isotopen-Untersuchungen und molekulare Daten stimmen diesbezüglich überein (Cameron et al. 2006; Fochi et al. 2017). Um Ammonium im Apoplast des besiedelten Protocorms scheinen Pilz und Pflanze zu konkurrieren (Fochi et al. 2017).

Kohlenstoff aus Stickstoffverbindungen[Bearbeiten]

Ektomykorrhiza-Pilze können keine lebenden Zellen angreifen und daher wahrscheinlich keine Kohlenhydrate aus dem Abbau von komplexen Kohlenhydraten gewinnen (Nagendran et al. 2009; Plett & Martin 2011; Floudas et mult. 2012; Lindahl & Tunlind 2015). Nach Untersuchungen von Treseder et al. 2006, werden nur etwa 2% der benötigten Kohlenhydrate von Ektomykorrhiza-Pilzen aus dem Abbau von Streu gewonnen und dies ist wahrscheinlich auf die Aufnahme von Aminosäuren zurückzuführen. Polysaccharide die während des Abbaus von Streuextrakten anfallen, wurden z. B. vom Kahlen Krempling (Paxillus involutus) nicht verwertet (Rineau et al. 2012). Nur ein Cellulase-Gen der Familie GH5 (Endoglucanasen), keine der Familien GH6 und GH7 (Cellobiohydrolasen), sehr wenige für Hemicellulose und Pektin-Abbau wurden in L. bicolor und Tuber borchii (Martin et mult. 2008, Martin et mult. 2010) und Paxillus involutus bisher nachgewiesen (Rineau et al. 2012). Der Verlust der Gene für Cellobiohydrolasen wurde für weitere ECMF bestätigt (Wolfe et al. 2012). Der Verlust von Genen für den Abbau von Zellulose und Pektinen ist ja eine notwendige Anpassung an die symbiotische Lebensweise.

Im Widerspruch zu den molekularen Ergebnissen steht der enzymatische Nachweis von Cellobiohydrolase an Mykorrhizen aus dem Freiland (Courty et al. 2005). Es ist nicht auszuschließen, dass an den Freiland-Mykorrhizen weitere Mikroorganismen die Ergebnisse verfälschten. An Ektomykorrhiza-Pilzen, die große Mengen an Bodenmyzel bilden (z. B. Hysterangium ssp., Gautieria ssp., Suillus spp. oder Piloderma croceum) wurden aber Esterasen zum Abbau von Fettsäuren nachgewiesen (Caldwell et al. 1991). Ektomykorrhizen beschleunigen den Abbau von Humus mittels oxidativer Enzyme, wenn sie gut mit Glucose aus der Photosynthese versorgt werden (Dijikstra et al. 2007). Durch die Pflanzung exotischer, ektomykorrhizierter Kiefern (Pinus radiata) in den Gras-Paramos der Anden, kam es z. B. zu irreversiblem Abbau der Jahrtausende alten Humusauflage und damit zu einem Verlust der gespeicherten Nährstoffe durch die Massenentwicklung des Mykorrhizapilzes Suillus luteus (Butterpilz) (Chapela et al. 2001).

Die Mykorrhizapilze der grünen Orchideen (Tulasnella, Ceratobasidium, Sebacina) haben jedoch noch die Fähigkeit, Zellwandbestandteile wie Xylan und Pektin sowie Cellulose, wenn auch in geringem Maße, abzubauen (Nurfadilah et al. 2013; Stöckel et al. 2014). Die Zahl der Genkopien für Zellwand abbauende Enzyme ist bei diesen Pilzgruppen wesentlich höher als bei Ektomykorrhiza-Pilzen (Kohler et mult. 2015). Die Ergebnisse von Stöckel et al. 2014 und Fochi et al. 2016 deuten aber darauf hin, dass auch von diesen Pilzen vor allem Stickstoff geliefert und mittels Aminosäuren zur C-Versorgung beigetragen wird. Insbesondere das chlorophyllfreie Protocorm der Orchideen ist sehr reich an Stickstoffverbindungen.

Stickstoffdüngung[Bearbeiten]

Ein Überangebot an Ammonium und Nitrat, z. B. durch Düngung oder atmosphärischen Eintrag aus Landwirtschaft und Verkehr führt, wie diverse Studien zeigen, zu einer vermehrten Bildung von Aminosäuren im Myzel und Hyphenmantel von Ektomykorrhizen (Wallander 1992; Turnau et al. 2001). Stehen nicht ausreichend Zucker zur Verfügung, wird kein Glycogen mehr im Myzel gespeichert. Offenbar gibt es für die Mykorrhizapilze keinen Schutz vor einem Stickstoffüberangebot. Überdüngung führt zu einem gestörten Nährstoffgleichgewicht in den Pilzen, zu einem veränderten Artenspektrum der Mykorrhizapilze und zu einer geringeren Zahl an Mykorrhizen und Fruchtkörpern (Wallenda & Kottke 1998; Peter et al. 2001; Bidartondo et al. 2001). Högberg et al. 2011 fanden eine Erholung unter derzeitigen Umweltbedingungen erst nach 6 bis 20 Jahren. Im Laborexperiment konnte das Gleichgewicht zwischen Glycogen Speicherung und „Ammoniumentsorgung“ im Myzel durch Verdoppelung des CO2-Angebots und entsprechende Steigerung der Photosynthese der Fichtensämlinge wieder hergestellt werden (Turnau et al. 2001). Eine verminderte Versorgung der Mykorrhizen mit Glucose würde auch den Humusabbau verringern, da die oben beschriebenen, oxidativen Mechanismen eine gute Energieversorgung benötigen (Tunlid et al. 2017). Man kann daraus ableiten, dass der hohe Stickstoffeintrag aus Verkehr und Landwirtschaft in unsere Wälder ohne den Anstieg von CO2 zu noch stärkeren Schäden bei Bäumen und Pilzen führen würde.

Hyphennetzwerke zwischen Pflanzen[Bearbeiten]

Über Myzel, das sich von Mykorrhizen im Boden ausbreitet, können weitere Wurzeln der gleichen Pflanze aber auch die Wurzeln anderer Pflanzenindividuen erreicht und mykorrhiziert werden. Dabei kann eine physische Vernetzung (CMN, common mycorrhizal network) von Mutterpflanzen und Sämlingen oder von ganz unterschiedlichen Pflanzenarten entstehen, wie experimentell für ektomykorrhizierte und für arbuskulär mykorrhizierte Pflanzen anschaulich gezeigt wurde (Finlay & Read 1986a; Finlay & Read 1986b; Francis et al. 1986). Es wurde der Nachweis erbracht, dass aus dem Boden aufgenommener Stickstoff oder Phosphat über Hyphenverbindungen zwischen den Mykorrhizen zweier Pflanzen transportiert werden kann. Spätere Untersuchungen bestätigten diese Ergebnisse und zeigten, dass auch Kalium und radioaktives Cesium über Hyphenverbindungen verteilt werden können (Simard & Durall 2004; Meding & Zasoski 2008; Gyuricza et al. 2010a). Die Elemente bleiben aber mehrheitlich in den Hyphen und gelangen nur in geringen Mengen in die Pflanzen (Meding & Zasoski 2008; Gyuricza et al. 2010b).

Von größerer Bedeutung ist die Frage, ob auch Kohlenstoff über Hyphenverbindungen von einer Pflanze zu einer anderen gelangen kann. So könnten Altbäume in schattigen Wäldern ihre eigenen Sämlinge unter den geringen Lichtbedingungen zusätzlich mit Kohlenhydraten versorgen oder Orchideen ihre chlorophyllfreien Protocorme ernähren. Tatsächlich liegen zahlreiche Beobachtungen vor, dass Sämlinge von ektomykorrhizierten Bäumen und Protocorme von Orchideen am häufigsten in der Nähe der Mutterpflanzen auftreten. Außerdem zeigten molekulare Identifizierungen, dass genetisch sehr nah verwandte Sippen der Pilzpartner in einem engen Areal an zahlreichen Individuen Mykorrhizen bilden (Simard & Durall 2004).

In Experimenten wiesen Simard et al. 1997 bidirektionalen C-Transport nach zwischen mykorrhizierten Jungpflanzen von Birke (Betula payrifera) und Douglasie (Pseudotsuga menziesii) mit Hilfe von 13CO2 bzw. 14CO2 Markierungen, wobei im tieferen Schatten stehende Pflanzen mehr C erhielten als gut belichtete. Die beiden Baumarten hatten sieben gemeinsame Pilzpartner, die etwa 90 % der Mykorrhizen bildeten. Von großer Bedeutung ist der Kohlenstofftransport von grünen Pflanzen zu mykoheterotrophen, chlorophyllfreien Pflanzen, die über gemeinsame Mykorrhizapilze verbunden sind, wie der Fichtenspargel (Monotropa hypopitys) und die die Nestwurz (Neottia nidus-avis) (siehe Kapitel "Mykoheterotrophe Pflanzen"). Der erste Nachweis des C-Transportes in eine chlorophyllfreie Pflanze gelang bereits Björkman 1960 bei einem Freilandversuch mit radioaktiv markiertem C und P. Er injizierte 14C-Glucose ins Phloem von Fichten und Kiefern, die von Fichtenspargel umgeben waren. Nach 4-5 Tagen war 14C in jüngeren und älteren Fichtenspargel Individuen nachweisbar. Auch appliziertes, radioaktiv markiertes Phosphat (32P) konnte im Fichtenspargel nachgewiesen werden. Ein chlorophyllfreies Lebermoos (Cryptothallus mirabilis) deckt nachweislich ebenfalls seinen Kohlenstoffbedarf über die Hyphenverbindung zu Birkenmykorrhizen (Bidartondo et al. 2003).

Abb. 3.4.5 C- und N-Ernährungsketten

Die moderne Technik zur Messung der natürlichen, stabilen Isotope 13C und 15N in Pflanzen und Pilzen erlaubt sensiblere Nachweise der Kohlenstoffquellen am natürlichen Standort (Gebauer & Meyer 2003). Die stabilen Isotope von 13C und 15N steigen relativ zu den Isotopen 12C und 14N systematisch in jeder trophischen Stufe einer Ernährungskette an (Abbildung 3.4.5), weil die leichteren Isotope stärker veratmet werden und sich so die schweren Isotope in der Biomasse anreichern (Dawson 2002). Saprobe PIlze haben daher die vergleichbar höchsten δ13C Werte. Mykoheterotrophe Pflanzen, die Kohlenstoff und Stickstoff über Ektomykorrhizapilze beziehen, haben ebenfalls hohe Werte für δ13C aber auch hohe Werte für δ15N (Trudell et al. 2003; Courty et al. 2011; Gebauer & Meyer 2003).

Grüne Pflanzen mit Glomeromycota und ericoid mykorrhizierte Pflanzen (Heidekrautgewächse) haben dagegen niedrige Werte, was bedeutet, dass sie Kohlenstoff überwiegend aus der eigenen Photosynthese beziehen. Grüne, ektomykorrhizierte Pflanzen, grüne Orchideen in Wäldern und heterotrophe Pflanzen mit Glomeromycota haben nahe beieinander liegende Werte, wobei δ13C leicht angereichert, δ15N aber abgereichert ist. Sie beziehen also alle einen Teil des Kohlenstoffs über die Mykorrhizapilze aus den grünen Partnern (mixotrophe Orchideen). Für die sehr kleinen mykoheterotrophen Gentianaceae (Enziangewächse) und Burmanniaceae in tropischen Wäldern sind die bisherigen Ergebnisse zur Anreicherung von 13C noch widersprüchlich, während die δ13C Werte in grünen Orchideen mit Hilfe der Messung der Mengen der 2H Isotope bestätigt wurden (Merckx et al. 2010; Courty et al. 2011; Gebauer et al. 2016). Der Kohlenstoff wird wahrscheinlich überwiegend in Form von Aminosäuren transportiert (Selosse & Roy 2009).

Es gibt auch Hinweise auf die Übertragung von „Signalen“ mittels Hyphennetzen, die aber weiterer Klärung bedürfen (Giovanetti et al. 2006; Johnson & Gilbert 2015). Man sollte auch bedenken, dass unter natürlichen Bedingungen Collembolen, Milben und andere Bodentiere Hyphenverbindungen rasch wieder zerstören können, wodurch deren Wirkung insgesamt gering ist (Johnson et al. 2005; Schneider et al. 2005).

Steigerung der Stressresistenz der Pflanzen[Bearbeiten]

Verbesserung der Wasserversorgung[Bearbeiten]

Zahlreiche Versuche haben gezeigt, dass mykorrhizierte Pflanzen weniger unter Trockenheit leiden als nicht mykorrhizierte Vergleichspflanzen. Das ist zunächst einmal auf die gesteigerte Wasseraufnahme durch die Hyphen zurückzuführen, die eine vergrößerte Oberfläche darstellen, in kleinere Bodenporen eindringen und noch bei deutlich höherer Wasserspannung Wasser aufnehmen können. An ektomykorrhizierten Bäumen wurde auch eine vermehrte Bildung von Mykorrhizen unter Trockenstress beobachtet (Feil et al. 1988).

Das Wasser wird über die externen Hyphen in die intraradikalen Hyphen und von dort weiter in die Pflanze transportiert. Dabei ist die Transpiration der Pflanze die entscheidende, treibende Kraft (Cooper & Tinker 1981; Bitterlich & Franken 2016). Unter Trockenstress wird die Transpiration mykorrhizierter Pflanzen nicht oder deutlich weniger abgesenkt und dadurch die Nährstoffversorgung aufrechterhalten. Hierfür ist ein komplexes Zusammenspiel pflanzlicher Hormone verantwortlich, dass durch die Mykorrhizapilze verändert wird. Einzelne Mykorrhizapilze haben aber einen unterschiedlich starken Einfluss auf die Physiologie und das Wachstum der Pflanzen und die physiologischen Mechanismen, die zu erhöhter Trockenresistenz führen, hängen von einer Vielzahl, z. T. Pflanzenart bezogener Eigenschaften ab (Guehl et al. 1990; Ruiz-Lozano et al. 2017).

Mit dem Wasserstrom werden die gespeicherten Polyphosphate in den Hyphen transportiert und so kann die Versorgung mit Phosphat aufrecht erhalten werden. Die Photosyntheserate der gestressten, mykorrhizierten Pflanzen liegt daher bis zum zehnfachen über der von nicht mykorrhizierten Vergleichspflanzen.

Auch verändern die Hyphen die Struktur der Bodenaggregate und tragen so zu einer besseren Wasserhaltefähigkeit des Bodens bei. Bemerkenswert ist auch der Nachweis eines nächtlichen Wassertransfers von Tiefwurzeln zu oberflächen-nahen Mykorrhizen und deren ausstrahlenden Myzelien unter Trockenstress (Querejeta et al. 2003). Der diurnale Rhythmus für ein hydraulisches "liftig" unter Trockenheit ist gut belegt und könnte so in Trockengebieten zu einer besseren Nährstoffversorgung über die Mykorrhizapilze beitragen.

Bindung toxischer Metalle und Eisenversorgung[Bearbeiten]

Abb. 3.4.6 Bindungseigenschaften der Elemente

Inwieweit Metalle als Makro- oder Mikronährelemente von Pilzen und Pflanzen benötigt werden oder toxisch wirken, hängt von den Bindungseigenschaften der Elemente ab (Abbildung 3.4.6). Wie aus der Zusammenstellung von Woolhouse 1983 zu entnehmen ist, sind die Nährelemente Ca, Mg, K, Na bevorzugt an Sauerstoff gebunden und neigen nicht zur Komplexbildung. Es sind Elemente, die, wie bereits erwähnt, in den Hyphen, an Polyphosphate gebunden transportiert werden können. Nicht verwendete, toxische Metalle binden bevorzugt an Schwefel oder Stickstoff und können daher Proteine (Enzyme, Membranen) schädigen. Als Spurenelemente verwendete Metalle befinden sich im Übergangsbereich dieser Bindungseigenschaften und wirken daher erst in höheren Dosen toxisch.

Es gelten, soweit bekannt, auch für Mykorrhizapilze die allgemeinen zellulären Mechanismen zur Detoxifikation (Hall 2002). Hinzu kommen aber Bindungseigenschaften von Pilzen, die Pflanzen fehlen oder in Pilzen effektiver sind. Daher ist besonders der Hyphenamntel von Ektomykorrhizen ein Filter der zu einem geringeren Transport von toxischen Elementen in den Spross führen kann, während gleichzeitig die benötigten Mengen an Elementen in die Pflanze gelangen (Jourand et al. 2014).

Die Kationenaustauschkapazität (CEC) und die Metallbindungskapazität der Zellwände von Pilzen sind wesentlich höher als die von Wurzeln (Joner et al. 2000a). Hyphenwände können daher große Mengen an toxischen Metallen binden, z. B. 0.5 mg Cd per mg Trockenmasse in Glomus spp.. Ein schädlicher Überschuss an Calcium kann als Calciumoxalat an der Oberfläche der Hyphen, die Oxalsäure ausscheiden, ausgefällt werden (Sun et al. 1999; van Hees et al. 2006). Aluminium mit hohen komplex-bildenden Eigenschaften wird von Pflanzen und Pilzen gar nicht verwertet und kann von den Pilzen in Aluminium-Pholyphosphatkomplexen irreversibel festgelegt und damit "entsorgt" werden (Martin et al. 1994; Kottke & Martin 1994).

Toleranz, Speicherung oder Ausscheidung von toxischen Metallen sind artspezifisch unterschiedlich, ebenso die zu Grunde liegenden Mechanismen, deren Aufklärung erst am Anfang steht (Smith & Read 2008; Ruytinx et mult. 2017). Colpaert & Asche 1987 fanden eine Anpassung von Mykorrhizapilzen an hohe Zn und Cu Werte im Boden, Joner et al. 2000a an Cd, Sharples et al. 2001 an Arsen. Folgerichtig kann die Mykorrhiza die Belastung von Pflanzen besonders dann reduzieren, wenn angepasste Pilzstämme verwendet werden (Rivera-Becceril et al. 2002; Hristozkova et al. 2016).

Pilzliche Farbstoffe, wie Melanin können toxische Elemente in der Zellwand festlegen. Norbadion (Pulvinsäurederivat), kann radioaktives Caesium binden, wodurch es z. B. im Maronenröhrling (Xerocomus badius) zu einer starken Anreicherung der Radioaktivität nach dem Reaktorunfall von Tschernobyl kam (Aumann et al. 1989). Aber auch weitere Ektomykorrhizapilze wie Cortinarius brunneus und Dermocybe cinnamomea zeigen hohe Anreicherung, sodass etwa 40 % der Bodenradioaktivität in Pilzhyphen gespeichert wird (Guillite et al. 1994). Es ist aber eine Illusion, zu postulieren (Saraswat & Rai 2011), dass Mykorrhizapilze zur Reinigung von mit toxischen Metallen belasteten Standorten eingesetzt werden können. Die Wirkung ist zu gering, wie ein Blick auf solche nur mit wenigen und meist kleinen, z.T. nicht mykorrhizierten Pflanzen besiedelte Standorte zeigt.

Dagegen hat die Komplexierung von Fe3+ in Phytaten auf humusreichen Standorten, wie auf Heiden oder in tropischen Bergregenwäldern, Eisenmangel zur Folge. Hier können die Mykorrhizapilze zu einer besseren Versorgung der Pflanzen beitragen, indem sie Siderophore abgeben, mittels deren stabile Fe3+-Komplexe gebildet werden, die dann von den Pilzen und Pflanzen aufgenommen werden können (Winkelmann 1992; Winkelmann 2007). Nachgewiesen sind Hydroxamate, wie Ferricrocin in Rhizoscyphus ericae und Hebeloma crusuliniforme, Fusigen in Mykorrhizapilze aus Rhodothamnus chamaecistus und Basidiochrom in Ceratobasidiaceae und Pilz-Isolaten aus Mykorrhizen terrestrischer Orchideen (Haselwandter et al. 1992; Haselwandter et al. 2002; Haselwandter et al. 2006; van Hees et al. 2006). Eine deutlich verbesserte Eisenversorgung wurde für Heidekraut (Calluna vulgaris) nachgewiesen (Leake et al. 1990). Es ist zu erwarten, dass auch die Eisenversorgung epiphytischer Orchideen durch die Mykorrhizapilze verbessert wird. Für saprobe Mucorales wurde ein anderer Siderophortyp gefunden, ein zitronensäure-haltiges Rhizoferrin. Ob das auch für die symbiotischen Endogonales gilt, ist nicht bekannt.

Steigerung der Abwehr von Schädlingen[Bearbeiten]

Pflanzen haben ein Immunsystem zur Minderung von Angriffen pathogener Pilze und Bakterien, von Nematoden und Fraßinsekten. Die Mykorrhizierung kann zusätzlich schützen, wie zahlreiche, experimentelle Untersuchungen gezeigt haben (Azcón-Aguilar & Barea 1996; Whipps 2004). In diesen Experimenten wurden mykorrhiza-abhängige Pflanzen mit und ohne Mykorrhiza unter kontrollierten Bedingungen dem Schadorganismus ausgesetzt. Es zeigte sich, dass der verbesserte Schutz sowohl die Wurzel als auch die Blätter betrifft, also eine "systemischer" Schutz hervorgerufen wird. Die Wirksamkeit ist aber von der Art der Mykorrhiza, von den jeweiligen Mykorrhizapilzen, von der Pflanzenart und den gegebenen Umweltbedingungen abhängig. Eine Voraussetzung effektiven Schutzes ist eine gute Mykorrhizierung bereits vor der Infektion.

Unter natürlichen Bedingungen sind Keimlinge nicht mykorrhiziert und können rasch von Schädlingen befallen und vernichtet werden, wie leicht zu beobachten ist. Wie gut Mykorrhizierung heranwachsende Sämlinge schützen kann, zeigt das Beispiel "Buchen Anzucht" in Abbildung 9.1.3 (Kapitel 9). Unter natürlichen Bedingungen sind voll entwickelte Pflanzen fast ausnahmslos mykorrhiziert und mit verschiedenen Mykorrhizapilzen assoziiert, wodurch die Effizienz des Schutzes größer ist als in Experimenten mit nur einer Art. Der gesteigerte Schutz gegen Schädlinge geht aber nicht soweit, dass diese ganz unterdrückt würden. Schädlinge haben ja auch eine regulierende Funktion im Ökosystem, indem sie z. B. Monokulturen besonders befallen und so beschränken können.

Mykorrhizierung schränkt die Wirkung von Schädlingen mittels unterschiedlicher Mechanismen ein, deren wichtigster ein sog. Priming Effekt ist. Unter "Priming" versteht man allgemein einen physiologischen Zustand von Pflanzen, in den sie durch Pathogene oder Symbionten vesetzt werden und der zu einer erhöhten Abwehr von Pathogenen führt (Conrath et mult 2006). Mykorrhizapilze versetzen Pflanzen in einen "Alarmzustand", der dazu führt, dass auf einen Angriff durch Schädlinge schneller und stärker reagiert wird (Jung et al. 2012). Sie lösen also nicht selbst eine Abwehrreaktion aus, denn das wäre kontraproduktiv, da es sich auch gegen sie selbst richten würde. An anderer Stelle (Kapitel 4) wird gezeigt, dass Mykorrhizapilze die Abwehr sogar lokal ausschalten.

Mykorrhizierte Pflanzen zeigen bei Befall durch Schädlinge höhere Gehalte an Jasmonat als nicht mykorrhizierte (Sanchez-Bel et al. 2016). Jasmonat löst in Pflanzen allgemein ein Programm zur Abwehr von Pathogenen aus und die Folge ist ein geringerer Befall und Schaden. Es handelt sich um ein kleines Molekül, das über größere Entfernung in der Pflanze transportiert und so an verschiedenen Stellen Abwehrreaktionen auslösen kann. Methyljasmonat ist flüchtig und kann daher auch die Abwehr in benachbarten Pflanzen anregen (Cameron et al. 2013). Man spricht hier von "Mykorrhiza induzierter Resistenz" (MIR). Dieser Effekt betrifft die ganze Pflanze, und ist daher von besonderem Interesse im Pflanzenschutz.

Mykorrhizierte Pflanzen haben, wenn sie von Pathogenen befallen sind, auch erhöhte Gehalte an Phenolen und ihren Derivaten in den Blättern (Sanchez-Bel et al. 2016). Pflanzliche Abwehrstoffe, wie Ferulasäure, Cumarsäure, Quercetin, Cumarin oder Riboflavin werden deutlich vermehrt gebildet. Der Sekudärstoffwechsel wird also durch die Mykorrhizierung unter Pathogenstress gesteigert. Die Effekte sind nicht auf eine bessere Ernährung der Pflanzen zurückzuführen.

Pflanzen unterscheiden Pathogene von Mykorrhizapilzen und fördernd wirkenden Bakterien an deren "Effektoren". Effektoren sind kleinen Moleküle der Zellwand oder kleine, abgegebene Proteine, die an spezifische Rezeptor-Proteine der Zellmembran der Pflanze binden (Ausubel 2005). Gegen die Vielzahl pathogener Pilze wurde eine Vielzahl von spezifischen Rezeptoren entwickelt, auf die die Pflanzen in unterschiedlicher Weise abwehrend reagieren. Für Mykorrhizapilze wurden bisher zwei Effektorproteine beschrieben und es kann sein, dass die meist unspezifische Erkennung mit einem geringeren Vorrat an Varianten auskommt (Kloppholz et al. 2011; Plett et mult. 2014).

Zusätzlich zum Priming-Effekt kann ein besseres Wachstum Ausfälle kompensieren und so die Schäden mindern. Ektomykorrhiza-Pilze können andere Pilze und Bakterien mittels Antibiotika hemmen (siehe Kapitel 8.4). Ein lebender Hyphenmantel schützt Ektomykorrhizen effektiv vor Schädlingen. Für Endomykorrhizen gilt, dass eine Wurzelzelle die von einem Mykorrhizapilz besiedelt ist, nicht mehr von pathogenen Pilzen infiziert werden kann. Ob es sich dabei um eine Konkurrenz um Nährstoffe handelt oder vielmehr um einen lokalen Priming-Effekt, ist nicht geklärt. Mykorrhizierung verändert auch die Rhizosphäre und die darin lebenden Mikroorganismen. Auch unter diesen Mikroben sind Arten, die die pflanzliche Abwehr anregen oder direkt antibiotisch gegen Pathogene wirken (Cameron et al. 2013).



Genetische Disposition zur Symbiose[Bearbeiten]

Es ist bemerkenswert, wie wenig wandlungsfähig d. h. wie konservativ die Strukturen und Funktionen der Pilz-Wurzel-Symbiosen sind, trotz ihrer weiten Verbreitung im Pflanzen- und Pilzreich, ihres hohen erdgeschichtlichen Alters und des Vorkommens in allen terrestrischen Ökosystemen. Dieser Sachverhalt deutet darauf hin, dass funktionell optimale Strukturen und physiologische Mechanismen vorliegen, die von fundamentaler biologischer und ökologischer Bedeutung sind. Man sollte daher allgemeine genetische Grundlagen zur Symbiose bei Pflanzen und Mykorrhizapilzen erwarten, die von Anfang an spezifisch diese Interaktionen ermöglichten, steuerten und kontrollierten. Untersuchungen der letzten Jahre zeigen dann auch, dass die Disposition zur Symbiose ursprünglich und an zahlreichen Stellen im Genomen verankert ist. Das Zusammenspiel ist eine „rote Teppich- Strategie“, wie sie von Gianinazzi-Pearsson & Dénarié 1997 genannt wurde, die jeder Diplomatie Ehre machen würde.

Vergleichende Untersuchungen der Genome von Pflanzen, die mit Glomeromycota Mykorrhizen bilden und solchen, die keine Mykorrhiza bilden können (NM-Pflanzen), zeigen Gene, die nur in Mykorrhiza abhängigen Pflanzenarten vorkommen und in NM-Pflanzen verloren gingen (Delaux et al. 2014). Der Verlust der Symbiose-Gene erfolgte mehrfach und unabhängig in verschiedenen Pfalnzengruppen. Innerhalb der Brassicales (Kreuzblütler i. w. S.), die zahlreiche Familien mit NM Pflanzen enthalten, erfolgte der Verlust der Symbiose-Gene aber nur einmal und wirkte sich dann auf die später erscheinenden Familien aus. Auch Parasiten oder Hemiparasiten auf anderen Pflanzen, wie die bereits erwähnten Sommerwurzgewächse Orobanche, Striga und Cuscuta, oder fleischfressende Pflanzen wie der Wasserschlauch (Utricularia) verloren die symbiose-spezifischen Gene. Lupinen verloren dagegen nur ein Gen (RAM2) zur Bildung arbuskulärer Mykorrhizen, behielten aber die Fähigkeit Wurzelknöllchen zu bilden.

Wang et al. 2010 wiesen erstmals drei sog. sym Gene (DMI1, DMI2, DMI3) in Lebermoosen, Hornmoosen, Bärlappen, Farnen, Koniferen und Blütenpflanzen nach. Die sym Gene gehören somit zu den zahlreichen Genfamilien, die schon seit der Landnahme die Entwicklung von Pflanzen kontrollieren und vom haploiden Gametophyten der Lebermoose auf den diploiden Sporophyten der Gefäßpflanzen vererbt wurden (Pires & Dolan 2012).

Bereits die noch im Wasser lebenden, nicht mykorrhizierten Armleuchtergewächse (Charophytae), als nächste Verwandte der Landpflanzen, haben die sym-Gene DMI1, DMI3 und IPD3 (Delaux et al. 2012 und Delaux et al. 2013). Delaux et al. 2014 folgern daraus zu Recht, dass die Mykorrhizapilze einen konservierenden Einfluss auf die pflanzlichen Genome haben. Man kann davon ausgehen, dass der Einfluss der Mykorrhizapilze auf das pflanzliche Genom nicht nur für die arbuskulär mykorrhizierten Pflanzen gilt, sondern allgemein und ganz besonders auch für Orchideen. Deren winzige Samen sind in der ganzen Familie konserviert, trotz der anhaltend raschen Evolution der Orchideen (Givnish et mult. 2015). Das ist nur möglich, weil die Sämlinge von Mykorrhizapilzen ernährt werden müssen, die auf diesen Mechanismus „konservierend“ einwirkten.

Der Ausfall der sym Gene DMI1 und DMI2 führt zu einem Abbruch des Hyphenwachstums auf der Wurzeloberfläche. Auch die CASTOR und POLLUX benannten Gene, die für Ionenkanäle in der Kernhülle kodieren, sind im gesamten System der Landpflanzen verbreitet (Parniske 2008; Chen et al. 2009; Oldroyd 2013). Bei Ausfall dieser Gene können die Hyphen die Wurzelrindenzellen nicht mehr besiedeln, da die symbiontische Signalkette unterbrochen wird. DMI3 kodiert für eine Calcium/Calmodulin Kinase, einem zentralen Regulator zur Unterdrückung der Abwehr gegen Pilze.

Genomische Untersuchungen zeigen, dass Strigolactone Pflanzenhormone mit zahlreichen Signalfunktionen sind (Koltai 2013). Sie stimulieren das Wachstum der Rhizoiden der Armleuchtergewächse und Lebermoose, das Protonema von Moosen, das Wurzellängenwachstum und die Verzweigung von Wurzeln, sowie das Wachstum von Wurzelhaaren bei Blütenpflanzen und beeinflussen Wurzel-Spross Interaktionen (Kapulnik & Koltai 2014). In den arbuskulären Mykorrhizen übernehmen sie die Funktion der Anlockung der Glomeromycota.

Auch Gene, die spezifisch für die Phosphattransporter in der periarbuskulären Membran kodieren, stimmen in den bisher untersuchten Pflanzen weitgehend überein, d. h. sind über Jahrmillionen konserviert worden (Karandashov et al. 2004).

Eine wesentliche, genetisch konservierte Voraussetzung auf Seiten der Mykorrhizapilze ist der Verlust von Genen für zellwand- abbauende Enzyme. Der Verlust solcher Gene wurde für Glomeromycota, Agaricomycetes und Ascomycota nachgewiesen (Nagendran et al. 2009; Wolfe et al. 2012;Tisserant et mult. 2013; Kohler et mult. 2015; Peter et mult. 2016).

Für die Agaricomycetes ist das besonders bemerkenswert, da sie als einzige Organismen die Fähigkeit haben, den Hauptbestandteil des Holzes, Lignocellulose, abzubauen. Für den Abbau von Lignocellulose notwendige Gene wurden für einzelne Arten innerhalb der Auriculariales, Hymenochaetales, Gloeophyllales, Polyporales, Russulales und Agaricales nachgewiesen (Floudas et mult. 2012). Durch sukzessiven Verlust einiger dieser Gene, insbesondere solcher für Enzyme des Cellulose-Abbaus, entstanden nach heutiger Auffassung Braunfäulepilze und Ektomykorrhizapilze und zwar mehrfach und unabhängig in zahlreichen Gruppen der Agaricomycetes (siehe Kapitel 5.3). Die saprophytischen Eigenschaften der Mykorrhizapilze beschränken sich auf den Abbau schon vorfermentierter Streu, aus der sie im Wesentlichen Stickstoff und Phosphat gewinnen.

Die innerhalb der Agaricomycetes basal stehenden, also ursprünglichen Gruppen der „Orchideen-Pilze“ Sebacinales, Tulasnellaceae und Ceratobasidiaceae haben noch keine Lignin abbauenden Enzyme und kein GH5 Gen aber vielfache Kopien von GH6, GH7 und LPMO, Gene für den Abbau von Cellulose (Kohler et mult. 2015). Diese Pilze haben also noch die Fähigkeit, tote Zellwände anzugreifen und daraus Kohlenstoff zu gewinnen, um die keimenden Samen der Orchideen zu versorgen. In diesem Zusammenhang ist es aber wichtig, dass die Protocorme selbst und die lebenden Wurzelzellen nicht als Substrat verwendet werden können. Es wurde während der Mykorrhizierung keine Aktivierung von Genen gefunden, die Pilze abwehren oder nach Verletzungen exprimiert werden (Perotto et al. 2014).

Als weitere genetisch fixierte Anpassung der Mykorrhizapilze an die Symbiose wurde der Verlust von Genen der Genfamilie GH32 für die Spaltung von Saccharose (Invertasen) nachgewiesen (Parrent et al. 2009). Pathogene, endophytische sowie saprophytische Basidiomycota und Ascomycota (hierunter auch Tuber melanosporum) können hingegen mit Hilfe extrazellulärer Invertasen Saccharose spalten (Martin et mult. 2010). Durch die Genverluste sind die Mykorrhizapilze mehrheitlich auf die Bereitstellung von Glucose durch die Pflanzen angewiesen.

Bei den Glomeromycota wurde die Genausstattung für die Aufnahme von Ammonium und Nitrat nicht reduziert (Tisserant et mult. 2013), wie das bei parasitischen Pilzen der Fall ist (Spanu et al. 2010). Es stehen zur Aufnahme von Ammonium bei Agaricomycetes sogar mehr Transporter-Gene zur Verfügung als in saproben Pilzen (Martin et mult. 2008). Ähnliches gilt für Gene, die für Proteasen kodieren, weshalb Ammonium aus dem Abbau von pflanzlichen und tierischen Proteinen gewonnen werden kann.



Die Mykorrhizapilze[Bearbeiten]

Die Entdeckung der Myorrhizapilze[Bearbeiten]

Lange Zeit hat man Pilze nur als Destruenten und Parasiten gesehen. De Bary 1879 behandelte erstmals „Die Erscheinung der Symbiose“ als das „Zusammenleben“ verschiedener Organismen sowohl als Parasiten als auch als Mutualisten. Entsprechend hat die Entdeckung der symbiotischen Mykorrhizapilze eine kaum 100-jährige Geschichte. Zunächst auf der Suche nach Trüffeln in Brandenburg prognostizierte Frank 1885, dass gewisse Waldpilze als „Ernährer“ der Bäume in Symbiose mit den Wurzeln dieser Bäume leben (siehe Kapitel "Der Begriff Mykorrhiza" .

Abb. 5.1.1 Experimentelle Mykorrhizierung

Anschließend lange Zeit umstritten, gelang Elias Melin 1923 der experimentelle Nachweis der Mykorrhizabildung. Sämlinge verschiedener europäischer Waldbäume bildeten mit Myzel, das aus Fruchtkörpern umgebender Bodenpilze isoliert wurde, in Erlenmeyer Kolben Mykorrhizen (Abbildung 5.1.1). Pflanzen und Myzelien wurden deutlich gefördert. Reinkulturen der Pilze waren nur erfolgreich, wenn dem Kulturmedium Glucose und Thiamin (Vitamin B1) beigegeben wurde, was zeigte, dass zumindest diese beiden Stoffe von der Pflanze bezogen wurden. Ähnliche Kulturmethoden sowie das Kulturmedium werden heute noch verwendet (MMN, modified Melin-Norkrans Medium). Mit diesen Verfahren wurden inzwischen zahlreiche Waldpilze als Mykorrizapilze nachgewiesen. In einzelnen Fällen gelingt es sogar, Fruchtkörper der Pilze zu erhalten (Debaud et al. 1981).

Ein Freilandexepriment, in dem die Wurzeln der Waldbäume gekappt wurden, führte zum Verschwinden der Fruchtkörper von Mykorrhizapilzen, während saprobe Arten vermehrt auftraten (Romell 1938). Mit diesem Experiment konnte also der Nachweis erbracht werden, dass die Fruchtkörperbildung der Mykorrhizapilze baumabhängig ist. Zahlreiche weitere Beobachtungen bestätigten die Ergebnisse des Experiments: Der Lärchenröhrling (Suillus grevillei) trat in Skandinavien erstmals 1840 auf, nachdem die Europäische Lärche 1763 eingeführt wurde. Zwölf Jahre nach den ersten Kiefernpflanzungen (Pinus patula) in Ecuador kam es zu einer Massenentwicklung des Butterpilzes (Suillus luteus; Chapela et al. 2001). Díez 2005 beschreibt die „Invasion“ australischer Pilze in Spanien, Ducousso et al. 2012 für Afrika und Madagaskar nach der Pflanzung von Eucalyptus, Barroetaveña et al. 2007 für Pflanzungen von Douglasie (Pseudotsuga menziesii) und Gelb-Kiefer (Pinus ponderosa) in der Patagonischen Steppe.

In allen diesen Fällen wurden die Pilze durch die Mykorrhizen von Setzlingen aus Baumschulen verbreitet, da Pflanzungen in tropischen Gebieten ohne Mykorrhizapilze fehl geschlagen waren. Die Abhängigkeit bestimmter Pilzarten unter den Fruchtkörper bildenden Ständerpilzen (Agaricomycetes der Basidiomycota) und Trüffelartigen Schlauchpilzen (Pezizomycotina der Ascomycota) von Bäumen steht damit zweifelsfrei fest. Nach neuen Schätzungen sind mindestens 20 000 Arten dieser Pilzgruppen Symbionten von Bäumen (van der Heijden et al. 2015). Eine Übersicht der gesicherten Ektomykorrhiza bildenden Pilze geben Tedersoo et al. 2010. Aktuelle Neuerungen bringt die Datenbank UNITE http://unite.ut.ee/EcM_lineages.

Janse 1897 und Gallaud 1905 beschrieben erstmals für tropische bzw. nordhemisphärische, krautige Pflanzen Strukturen, die heute als arbuskuläre Mykorrhiza bezeichnet werden. Die Pilze wurden wegen der fehlenden Septen im Myzel den Zygomyceten (Jochpilzen) als Endogonales (in den Zellen lebende Pilze) zugeordnet. Peyronel 1923, Mosse 1956 und Gerdemann & Nicolson 1963 leisteten weitere Pionierarbeit, um die Bedeutung dieser Strukturen zu klären und ihnen vegetative Sporen zuzuordnen, die am extraradikalen Myzel gebildet werden. Erst nach Anwendung molekularer Methoden wurde den Pilzen der arbuskulären Mykorrhiza der Status eines eigenen Phylums (Stamm), Glomeromycota (Knäuelpilze), zuerkannt, die die Gattung Endogone nicht mehr enthalten (Schüßler et al. 2001).

Spatafora et mult. 2016 änderten die Benennung zu Glomeromycotina und stuften diese Pilzgruppe als Subphylum unter das neu begründete Phylum Mucoromycota ein. Endogone steht jetzt zusammen mit einer weiteren, erst 2011 entdeckten, Endomykorrhiza bildenden Gruppe in den Endogonales und bildet zusammen mit saproben Pilzen (Mucorales und Umbelopsidales) die Mucoromycotina (Abbildung 5.3.1; Bidartondo et al. 2011; Spatafora et mult. 2016). In vorliegenden Text wir aber die Bezeichnung Glomeromycota beibehalten, da sie die gebräuchliche ist. Die Schätzungen der Artenzahl gehen noch weit auseinander (300 – 1600; van der Heijden et al. 2015).

Mykorrhizapilze von Orchideen wurden erstmals von Bernard 1909 isoliert und die Stimulierung der Samenkeimung experimentell nachgewiesen. Die Identifizierung der Pilze gelang dann erst Warcup & Talbot 1966 bis 1980, die in Kulturen die Basidienbildung induzieren konnten und so die gattungen Tulasnella, Ceratobasidium und Sebacina nachwiesen. Diese Pilze sind die wichtigsten Mykorrhizapilze der grünen Orchideen und wurden früher als Formgruppe Rhizoctonia zusammengefasst, da sie in Kultur Ketten von vegetativen Sporen bilden (monilioide Zellen). Diese Zusammenfassung und Zuordnung ist nicht mehr zulässig. Rhizoctonia ist heute eine parasitische Gattung innerhalb der Ceratobasidiaceae (Oberwinkler et al. 2013b, Veldre et mult. 2013).

1997 wurde erstmals mittels molekularer Nachweise gezeigt, dass heterotrophe, d. h. chlorophyllfreie Orchideen mit Ektomykorrhizapilzen assoziieren und ihre Ernährung als Epiparasiten auf Ektomykorrhizen von Bäumen sicher stellen (Taylor & Bruns 1997). Erst 2010 wurde der Mykorrhizastatus der Atractiellales mit tropischen Orchideen nachgewiesen, einer bisher als saprophytisch eingestuften Gruppe innerhalb der sonst parasitischen Rostpilze (Kottke et al. 2010). Schätzungen gehen derzeit von 25 000 Arten der Orchideen-Pilze aus (van der Heijden et al. 2015).

Ein häufiger Mykorrhizapilz der Heidekrautgewächse (Ericaceae) wurde von Pearson & Read 1973 isoliert und zunächst als Hymenoscyphus ericae (Ascomycota) beschrieben, später in Rhizoscyphus ericae umbenannt (Zhang & Zhuang 2004). Spätere Untersuchungen wiesen zusätzlich Sebacinales als weit verbreitete Pilzpartner von Ericaceae nach (Setaro et al. 2006b, Selosse et al. 2007).

Die Identifizierung der Mykorrhizapilze[Bearbeiten]

Mittels mikroskopischer Techniken kann man die Großgruppen der Pilze in den Mykorrhizen unterscheiden (Abbildung 3.3.1 und Kapitel "Die Strukturen"). Glomeromycota bilden intrazelluläre, nicht septierte, also schlauchförmige Hyphen und fein verzweigte Strukturen, die Arbuskel, sowie angeschwollene Hyphenenden, als Vesikel bezeichnet. Agaricomycotina und Pezizomycotina bilden einen Hyphenmantel und ein Hartigsches Netz oder intrazelluläre Hyphenknäuel. Die Hyphen sind septiert, d. h. in Zellen gegliedert. Diese Strukturen kann man an Schnitten oder Quetschpräparaten von Mykorrhizen erkennen und von der Besiedlung durch saprobe oder pathogene Pilze unterscheiden. Um die Pilzarten zu ermitteln sind aber aufwendige Verfahren nötig.

In einzelnen Fällen konnten die Pilzarten der Mykorrhizen identifiziert werden, indem Hyphenverbindungen zwischen Ektomykorrhizen und Pilzfruchtkörpern verfolgt wurden (Agerer 1991) oder anhängende Sporen von arbuskulären Mykorrhizen morphologisch bestimmt wurden (Oehl et al. 2011). Beide Verfahren erfordern aber eine sehr gute morphologische und systematische Kenntnis und sind auf Zufälle beschränkt, denn die Bildung und Verbreitung der Fruchtkörper unterscheidet sich deutlich von der Verbreitung der Mykorrhizen (van der Heijden et al. 1999).

Gattungen und Arten der Glomeromycota werden morphologisch nach Anlage und Struktur ihrer vegetativen Sporen unterschieden (Schüßler & Walker 2010). Die Identifizierung erfordert die Anlage von Kulturen mittels Trägerpflanzen, z. B. von Spitzwegerich (Plantago lanceolata) oder genetisch transformierten Wurzeln (root organ cultures; Fortin et al. 2002), denn für die morphologische Unterscheidung ist der Vergleich zahlreicher Sporen unterschiedlicher Entwicklung notwendig (St-Arnaud et al. 1996; Oehl et al. 2011). Eine weitere Möglichkeit zur Unterscheidung von Gattungen und Arten der Glomeromycota bieten Lipid-Profile (Methylester der gespeicherten Fettsäuren; Graham et al. 1995).

Die Mykorrhizapilze unter den Agaricomycotina und Ascomycota werden an Hand der Fruchtkörper-Merkmale unterschieden und die Zuordnung von Ektomykorrhizen ist morphologisch-anatomisch nur bedingt möglich. Da Ektomykorrhizen aber Strukturmerkmale haben, die sich zur Unterscheidung von Typen oder Formen eignen, können sie beschrieben und mit einem Kunstnamen versehen werden (siehe Kapitel "Die Strukturen"). Nur wenige Arten lassen sich in Reinkultur nehmen und ohne Pflanzenpartner vermehren. Die Kultur erfolgt am besten aus dem Fleisch junger Fruchtkörper, in wenigen Fällen wurden auch Sporen zum Keimen gebracht. Versuche, Myzelien aus den Mykorrhizen direkt zu isolieren, werden durch die große Zahl von anderen, schneller wachsenden Pilzen erschwert, die die Wurzeln oberflächlich oder in abgestorbenen Zellen besiedeln. Beschreibungen solcher Isolate von Begleitpilzen, auch Mikropilze genannt, die mehrheitlich zu den Ascomycota gehören, geben Currah et al. 1997 und Qian et al. 1998b.

Abb. 5.2.1 Experimentelle Mykorrhizierung

Isolate können experimentell auf symbiotische Fähigkeiten geprüft werden. Anleitungen findet man u. a. in Norris et al. 1991. Übliche Verfahren für Ektomykorrhizapilze sind die sterile Anzucht in Petrischalen auf Agar mit Baumkeimlingen und Myzelkulturen (Abbildung 5.2.1). Dem Agar werden nur geringe Mengen an Nährsalzen und kein Zucker zugegeben (Kottke et al. 1987). Pilze, die sich nicht steril kultivieren lassen, kann man in Containern mit Baumkeimlingen auf Torfsubstrat oder Perlite testen.

Abb. 5.2.2 Ektomykorrhizen aus Kultur

Die in Kultur erhaltenen Ektomykorrhizen (Abbildung 5.2.2) ähneln in hohem Maße den im Feld gefundenen und können zur Beschreibung und Identifizierung verwendet werden (Münzenberger et al. 1986; Münzenberger et al. 1992). Die Beispiele zeigen die typischen Pigmente der Pilzarten im Hyphenmantel sowie Sonderbildungen, wie Dauerstadien (Sklerotien). Auch die anatomischen Merkmale sind vergleichbar.

Abb. 5.2.3 Dp Doliporus, Pa Parenthesom, S Schleimkörper, Sy Symplechosom, Sp simpler Porus, mb Mikrobody, Wb Woronin body, Maßstab 0.3µm

Zur antomischen Unterscheidung der Untergruppen der Agaricomycetes sowie der Pezizomycotina in den Mykorrhizen können ultrastrukturelle Merkmale verwendet werden, d. h. Merkmale, die erst im Transmissions-Elektronenmikroskop sichtbar werden. Diese Pilzgruppen bilden Hyphen mit Septen und charakteristischen Septenporen (Müller et al. 1998; van Driel et al. 2009). Alle Agaricomycetes haben Doliporen (Abb.5.2.3) mit einem nahe am Porus ringförmig angeschwollenen Septum und Kappen über dem Porus (Parenthesome). Bei den Thelephorales, Russulales, Atheliales, Boletales und Agaricales ist das Parenthesom gleichmäßig fein perforiert (Porendurchmesser 50-60 nm; Abb. 5.2.3.1). Sebacinaceae (Abbildung 5.2.3.2) und Tulasnellaceae (Abb. 5.2.3.3) haben durchgehende, nicht perforierte Parenthesome. Tulasnellaceae zeigen als besonderes Merkmal osmiophile und daher dunkel erscheinende Schleimkörper in den Zellwänden. Die Parenthesome von Ceratobasidiaceae (Abbildung 5.2.3.4) sowie anderer Cantharellaceae (Pfifferlingsartige) haben wenige, große Poren (100-200 nm).

Die zu den Brandpilzen (Pucciniomycotina) gestellten Atractiellomycetes haben einen einfachen (simplen) Porus ohne Kappe, der mit sog. Mikrobodies umgeben wird (Abbildung 5.2.3.5). Atractiellomycetes sind zusätzlich durch ein einzigartiges Merkmal ausgezeichnet, das als Symplechosom bezeichnet wird (Abbildung 5.2.3.6). Es handelt sich um kleine Zellorganelle, die aus Zisternenstapeln des endoplasmatischen Reticulums bestehen und über hexagonal angeordnete Filamente verbunden sind (Bauer & Oberwinkler 1991).

Pezizomycotina haben einen einfachen Porus, der von sog. Woronin Körpern, osmiophilen Melaninkörpern, begleitet wird (Abbildung 5.2.3.7) (Turnau 1993). Diese ultrastrukturellen Merkmale haben wesentlich zur Absicherung molekularer Identifizierung von Mykorrhizapilzen beigetragen (Kottke et al. 2003; Selosse et al. 2004; Setaro et al. 2006b; Ligrone et al. 2007; Kottke et al. 2010).

Ein interessantes, modernes Verfahren zur Unterscheidung von saproben und symbiotischen Pilzarten ist die Messung des Gehalts an stabilen Isotopen des Kohlenstoffs (δ13C) der Fruchtkörper, da diese Gehalte sich je nach Ernährungsweise unterscheiden (Agerer et al. 2012). Generell haben Pilze, die Ektomykorrhizen bilden niedrigere (δ13C) Gehalte als saprobe Arten (Högberg et al. 1999; Hobbie et al. 2002).


Zur Unterscheidung der Gattungen und Arten werden heute DNA-Sequenzen verwendet. Die DNA der Pilze kann direkt aus den Mykorrhizen isoliert, mittels geeigneter Primer über die Polymerase-Kettenreaktion (PCR) vermehrt, eventuell cloniert (von anderen Sequenzen getrennt) und anschließend sequenziert werden. Eine Zusammenstellung geeigneter Primer findet man unter http://www.nature.berkeley.edu/bruns.lab/; weitere in Krüger et al. 2012 und Bidartondo et al. 2011. Auf der Grundlage zwanzigjähriger Erfahrung zahlreicher Labors eignet sich zur Unterscheidung von Arten, Gattungen und Großgruppen der Pilze insbesondere die ribosomal kodierende Einheit der nukleären DNA, die die 18S (sog. small subunit SSU), ITS1, 5.8S, ITS2 und 28S (sog. large subunit LSU) umfasst (Abb. 5.2.4). Die Region hat außer der ausreichenden Variabilität und des konservativen Abschnitts der 5.8S, an dem generelle Primer ansetzen können, den Vorteil in hoher Kopienzahl vorzuliegen.

Abb. 5.2.4 DNA-Strang zur Unterscheidung von Pilzen

Die ITS1 und ITS2 sind hoch variabel und wurden als genereller „Barcode“ für Pilze vorgeschlagen (Schoch et al. 2012). Die innerartliche Variabilität der ITS Region der Agaricomycetes liegt häufig bei nur 1 bis 2% (Nilsson et al. 2008). Die Abgrenzung einer Art von einer nah verwandten wird daher bei 2-3% Divergenz der Sequenzen festgelegt. Bei den Tulasnellaceae, Mykorrhizapilze von Orchideen, beträgt die innerartliche Variabilität der ITS bis zu 4%, die zwischenartliche Divergenz liegt bei mindestens 9% und bis zu 44%, sodass die Abgrenzung der Arten bei 5% Divergenz gut begründet ist (Cruz et al. 2014). Dem Vergleich der ITS-Sequenzen (Alignment) muss eine Aufteilung in Untergruppen auf der Basis der 5.8S vorausgehen, um überhaupt eine ausreichend gutes Alignement zu erhalten. Das bedeutet natürlich, dass man es bei Tulasnella spp. eigentlich mit verschiedenen Gattungen zu tun hat, die aber noch zusammengefasst werden. Glomeromycota zeigen eine sehr hohe Variabilität der ITS innerhalb einer Art und sogar in individuellen, vielkernigen Sporen (Lanfranco et al. 1999; Lin et mult. 2014). Ökologisch ausgerichtete Untersuchungen verwenden daher meist Sequenzen der weniger variablen 18S (SSU). Krüger et al. 2012 schlagen die gesamte SSU-ITS-LSU Region der rDNA als Basis zur Unterscheidung der Arten, Gattungen und Familien der Glomeromycota vor. Die Region umfasst etwa 250 bp der SSU, die komplette ITS und ein 800 bp langes Stück der LSU. Die Variabilität beruht bei den Glomeromycota auf einzelnen Punktmutationen und ist daher in ihrer phylogenetischen Aussage schwer zu beurteilen. Neue Alignment-Verfahren, die auch „gaps“ berücksichtigen und einen mehr phylogenetisch ausgerichteten Algorithmus zu Grund legen, sollen eine Verbesserung der Auswertung hochvariabler Sequenzen bringen (Nagy et al. 2012).

Die molekularen Methoden haben für Feldstudien eine Vielzahl sog. „kryptischer Arten“ ergeben, d. h. Arten, denen man zunächst keine Fruchtkörperfunde oder Sporen-Kulturen zuordnen kann. Diese molekularen taxonomischen Einheiten (operational taxonomic units; OTUs) werden daher auch als Genotypen, Phylotypen oder virtuelle Arten bezeichnet und entsprechen nur bedingt dem üblichen, morphologischen Artkonzept. So fanden Bahram et al. 2011, 23 ITS-Genotypen von Cenococcum geophilum (Ascomyctota) an einem Individuum der Pappel (Populus tremula). Haug et al. 2013, erhielten für eine tropische Baumart (Cedrela montana) 74 Glomeromycota OTUs, wenn die Ähnlichkeiten auf der 18S mit 99% angenommen wurden, aber nur 30, wenn die Ähnlichkeiten bei 97% lagen. Bei Angaben zur Diversität der Pilze auf molekularer Grundlage, muss daher die jeweilig benutzte Abgrenzung der Genotypen beachtet werden.

Abb. 5.2.5 Wirkung unterschiedlicher Herkünfte des Kahlen Kremplings

Mit Hilfe der IGS-Region oder von Mikrosatelliten lassen sich noch feinere genetische Unterschiede feststellen, die teilweise zu funktionalen Unterschieden korrelieren und auf der ITS oder SSU Region nicht erfasst werden (Hönig et al. 2000; Kretzer et al. 2003; Gherbi et al. 1999; Johnson et al. 2012). Abbildung 5.2.5 zeigt die Wirkung von drei verschiedenen Herkünften des Kahlen Kremplings, die sich nur auf der IGS-Region, aber nicht auf der ITS-Region unterschieden. Mit Hilfe von Mikrosatelliten (SSR, simple sequence repeats) lassen sich benachbarte Populationen einer Art unterscheiden (Zhou et al. 2001; Croll et mult. 2008).

Die molekularen Methoden werden ständig weiter entwickelt und ergeben neue Einblicke in die Vielfalt der Mykorrhizapilze, sollten aber kritisch und sorgfältig angewandt werden (Waud et al. 2014). Es sollte auch weiterhin versucht werden, morphologische Arten und Genotypen zusammenzubringen, Isolate zu erhalten und die symbiotischen Fähigkeiten experimentell nachzuweisen (Schüßler & Walker 2010; Oberwinkler et al. 2014). Um die Kommunikation zu erleichtern, sollte auch angestrebt werden, molekular klar definierte Einheiten mit Artnamen zu benennen. Wo Fruchtkörper fehlen, sollten für die Benennung Strukturen der Mykorrhiza ausreichen, wie von namhaften Mykologen vorgeschlagen (Hibbett et al. 2011). Vielversprechend ist die Anwendung der Konfokalen Laser-Mikroskopie in Kombination mit molekularen, artspezifischen Oligonukleotiden, die an die entsprechenden Pilze in den Mykorrhizen binden und mittels Fluoreszenz sichtbar gemacht werden können (FISH; Vági et al. 2014). So können auch artspezifische Strukturen dreidimensional dargestellt werden (Gao et al. 2001). Auf der Basis von fluoreszenz-markierten, artspezifischen Primern können auch quantitative Nachweise erfolgen (TaqMan PCR, Schubert et al. 2003).

Die Zahl der Mykorrhizapilze wird durch neu entdeckte Arten ständig größer und umfasst sehr wahrscheinlich Tausende von Arten. Eine Erklärung für den Erhalt so vieler oft nah verwandter Arten, die in den gleichen „Nischen“ leben, wurde eingangs aufgezeigt (Kapitel Diversität, Unspezifität und Organisation in Netzwerken). Die Architektur der Vernetzung, die in den realen Mykorrhiza-Assoziationen zwischen Pilzen und Pflanzen durch vorherrschend unspezifische Bindungen vorliegt, gewährleistet den Erhalt der Vielfalt (Rohr et al. 2014). Aus erdgeschichtlich-ökologischer Sicht ist diese Notwendigkeit leicht zu verstehen, da dadurch ökologische und evolutäre Veränderungen gepuffert werden. Hierin liegt die fundamentale Bedeutung der Mykorrhizapilze für die Landökosysteme und den Erhalt der Artenvielfalt.  

Die Stellung der Mykorrhizapilze im System[Bearbeiten]

Abb. 5.3.1 Symbionten (Mycobionten), Saprobe und Parasiten im System der Pilze. Deutsche Namen nach Breitenbach & Kränzlin, Pilze der Schweiz

Eine vereinfachte Übersicht zeigt die Stellung der Mykorrhizapilze innerhalb des Pilzsystems (Abbildung 5.3.1). Mykorrhizapilze finden sich nur unter den phylogenetisch höher entwickelten Pilzgruppen, Mucoromycota, Ascomycota und Basidiomycota. Die im System der Pilze (Fungi) basal stehenden Gruppen, Cryptomycota, Chytridiomycota, Blasocladiomycota und Zoopagomycota (nach Spatafora et mult. 2016) enthalten keine Mykorrhizapilze.

Mycorrhizapilze leiten sich durchweg von saproben Pilzgruppen ab und nicht von parasitischen (Hibbett et mult. 2007). Wie die Übersicht zeigt, sind sie mehrfach entstanden und stehen fast immer benachbart zu Saproben. Die Glomeromycotina (= Glomeromycota, Knäuelpilze) sind nach gültiger Einordnung eine Schwestergruppe der saproben Mortierellomycotina. Die Mykorrhiza bildenden Endogonales bilden zusammen mit den saproben Mucorales die Mucoromycotina (Köpfchenschimmel) (Spatafora et mult. 2016). Glomeromycotina enthalten außer dem einzelligen Geosiphon, der mit intrazellulären Cyanobakterien zur Gewinnung von Nährstoffen in Symbiose lebt, nur obligate Wurzel-Symbionten.

Die Ascomycota (Schlauchpilze) enthalten zahlreiche saprobe und parasitische Untergruppen (Abbildung 5.6.1). Mykorrhizapilze sind insbesondere unter den Pezizomycotina (Becherlinge und Trüffel) zu finden, die auch viele saprobe Arten enthalten.

Innerhalb der Basidiomycota finden sich Mykorrhizapilze, mit einer Ausnahme, nur unter den Agaricomycotina und dort in der Untergruppe Agaricomycetes (Kohler et mult. 2015). Unter den Agaricomycetes stehen in basaler Position Mykorrhizapilze von Orchideen, Sebacinales sowie Tulasnellaceae und Ceratobasidiaceae (Cantharellales, Pfifferlingsartige). Weitere Mykorrhizapilze der Orchideen sind die Atractiellomycetes, die – bisher noch – als Saprobe bei den Rostpilzen (Pucciniomycotina) stehen. Die beiden Großgruppen der parasitischen Pilze unter den Basidiomycota, Rostpilze und Brandpilze, sind phylogenetisch klar von den Agaricomycotina getrennt.

Die Endogonales[Bearbeiten]

Galten lange Zeit die Glomeromycota (Knäuelpilze) als erdgeschichtlich und phylogenetisch älteste Gruppe der Mykorrhizapilze, werden jetzt die Endogonales als Vorläufer oder als gleich alte Gruppe diskutiert (Bidartondo et al. 2011; Strullu-Derrien et al. 2014). Alle Mucoromycotina (Endogonales und Mucorales) und Glomeromycotina (= Glomeromycota) haben unseptierte, vielkernige Myzelien und sind untereinander näher verwandt als beide mit den Dikarya (Basidiomycota und Ascomycota), Pilzen mit dikaryotischen (zweikernigen), septierten Hyphen (Abbildung 5.3.1) (Lin et mult. 2014). Sowohl Glomeromycota als auch Endogonales enthalten Endobakterien in den Hyphen (siehe Kapitel Weitere Organismengruppen). Die nächsten Verwandten der Endogonales sind die saprophytischen Mucorales (früher: Zygomyceten, Jochpilze).

Im Unterschied zu den Glomeromycota gibt es bei den Endogonales sexuelle Stadien und die Myzelien können auf zuckerhaltigen Medien unter Zugabe verschiedener Vitamine unabhängig von Pflanzenwurzeln kultiviert werden (Berch & Fortin 1983; Warcup 1990; Field et al. 2014). Endogonales sind auch bezüglich der Mykorrhizabildung besonders. In Lebermoosen, Hornmoosen und Farnen bilden sie Endomykorrhizen mit intrazellulär, knäuelartig wachsenden, sehr feinen Hyphen (0.8 – 1.5 µm Durchmesser) mit endständigen, kugelförmigen Anschwellungen und dickwandigen, extrazellulären Sporen, die von Schleim umgeben sind (Bidartodo et al. 2011, Desirò et al. 2013). Die spezifischen Strukturen wurden experimentell bestätigt. Die Myzelien bilden auch auf Agarkulturen endständige, blasige Anschwellungen, die den kugelförmigen Anschwellungen in den Rindenzellen von Endomykorrhizen ähneln (Fassi 1965; Field et al. 2014).

An Nadelbäumen werden Ektendomykorrhizen ausgebildet. Endogone lactiflua bildet an Kiefer (Pinus contorta) und Endogone flammicorona an Douglasie (Pseudotsuga menziesii) dünne Hyphenmäntel und ein deutliches Hartigsches Netz aus, beide dringen aber auch in die Rindenzellen ein (Fassi 1965; Chu-Chou & Grace 1979; Walker 1985). Auch die Wurzelhaarbildung wird unterdrückt, wie das typisch für Ektomykorrhizen ist. Diese Endogone Arten bilden kleine, unregelmäßig knollige Fruchtkörper (Sporokarpien) mit geschlechtlichen Sporen (Zygosporen), die sich im Boden entwickeln (hypogäisch), auch in Topfkulturen und Baumschulen gefunden wurden und besonders nach Waldbränden auftreten. Endogone pisiforme kommt mit leuchtend gelben Sporokarpien in Schneetälchen vor (Trappe 1988). In Mykorrhizen von Alzatea verticillata (Alzateaceae), einem Baum der tropischen Anden, wurden Sequenzen gefunden, die molekular-phylogenetisch in eine Schwestergruppe zu Endogone fallen (Beck et al. 2005). Weitere Funde sind zu erwarten, nachdem ein für diese Gruppe spezifischer Primer entwickelt wurde (Bidartondo et al. 2011).

Die Glomeromycota[Bearbeiten]

Die Glomeromycota (= Glomeromycotina, Knäuelpilze) sind nur als Pilzpartner der arbuskulären Mykorrhizen bekannt, d. h. sie sind obligate Wurzelsymbionten und haben kein unabhängig lebendes Stadium. Die einzige Ausnahme macht Geosiphon pyriforme, ein einzelliger Hyphenschlauch, der mit intrazellulären Blaualgen (Cyanobacteria) in Symbiose lebt (Gehring et al. 1996). Die übrigen Glomeromycota assoziieren mit einem breiten Spektrum von Pflanzenfamilien, beginnend mit den Lebermoosen, über die Farngewächse und Koniferen zu den Blütenpflanzen. Die strikte Abhängigkeit vom Pflanzenpartner erschwert die Erforschung der Glomeromycota erheblich. Auf künstlichen Substraten geht die Entwicklung nicht über die Keimung der Sporen und ein kurzes Myzel hinaus. Findet der Keimschlauch keinen passenden Pflanzenpartner, degenerieren die Hyphen innerhalb weniger Tage. Die Ursache ist die Unfähigkeit der Hyphen, Zucker aus dem Substrat aufzunehmen. Nur während der Keimung sind kurzzeitig Zuckertransporter nachweisbar. Für Forschungszwecke werden Glomeromycota daher auf sog. "Ri T DNA-transformierten" Wurzeln, mit Agrobacterium tumefaciens zur vermehrten Wurzelbildung angeregten Wurzeln von Tomaten oder Karotten, unter sterilen Bedingungen kultiviert (Bécard & Fortin 1988). Es handelt sich dabei um reine Wurzelkulturen mit einem sehr geringen Nährstoffbedarf, sodass eine Mykorrhizierung erfolgt und die gesamte Entwicklung der Pilze beobachtet und untersucht werden kann (Chabot et al. 1992).

Die Knäuelpilze bilden Hyphen von 1.5 bis 10 µm Durchmesser, die eine Vielzahl haploider Kerne enthalten und nur selten Querwände (Septen) einziehen, meist erst um absterbende Hyphenabschnitte. Die Zellwand der Hyphen enthält Chitin, d. h. es handelt sich um echte Pilze (Fungi). Knäuelpilze bilden vegetative Dauersporen mit bis zu mehreren Tausend haploiden Kernen. Sexuelle Stadien sind nicht bekannt und die Glomeromycotina gelten als die erdgeschichtlich ältesten asexuellen Vielzeller. Molekulare Daten (Paarungs-Gene in Rhizophagus irregularis) lassen aber cryptische Meiosis oder Relikte davon vermuten (Tisserant et mult. 2012; Rosendahl 2012). Die Größe des Genoms ist umstritten und die Zahl der Chromosomen nicht bekannt. Für den ""Modellpilz" Rhizophagus irregularis = Glomus intraradices beträgt das Kern-Genom nur etwa 16 Mb (Hijri & Sanders 2004). Die Werte für Pilze liegen im Allgemeinen zwischen 8 und 46 Mb. Dieser Modellpilz eignet sich daher gut für die funktionale, molekulare Forschung. Das Genom wurde bereits vollständig sequenziert.

Im Gegensatz zu der hoch variablen, für die Identifizierung von Arten verwendeten ITS-Region stellt sich das Gesamtgenom auch einzelner Kerne als homogen dar (Lin et al. 2014). Die Glomeromycota sind demnach homokaryotisch, wie das für asexuelle (clonale) Lebewesen erwartet werden muss (Pawlowska 2005). Über Hyphenbrücken (Anastomosen) können Kerne von einem Teil des Myzels in einen anderen wandern und so zu einer Homogenisierung des Erbgutes beitragen (Young 2009). Kompatibilitäts-Tests ergaben aber, dass nur Hyphen fusionieren können, die aus den Sporen derselben Reinkultur stammen (Glomerales) oder es fusionieren sogar nur Hyphenabschnitte des gleichen Myzels (Gigasporaceae). Die Ergebnisse zeigen, dass es auch bei den Glomeromycota genetisch abgegrenzte Einheiten gibt, die Arten entsprechen und dass es Mechanismen geben muss, die eine Erkennung von selbst und fremd erlauben (Giovanetti et al. 2006; Croll et al. 2009).

Abb. 5.5.1 Gattungen und Ordnungen der Glomeromycota

Die Unterscheidung der Arten, Gattungen und Familien beruhte zunächst auf der Entwicklung und Morphologie der vegetativen Sporen, wird aber heute zusätzlich mit DNA-Sequenzen begründet. Krüger et al. 2012 stellten auf der Grundlage von 136 in Kultur gehaltenen Arten eine neue Gliederung der Glomeromycota vor, wobei vor allem die Gattung Glomus in mehrere Gattungen aufgespalten wurde. Es wurden zahlreiche neue Gattungs- und Familien-Namen eingeführt, die in einer elektronisch zugänglichen Datei als gültig erklärt und laufend ergänzt werden (Schüßler & Walker 2010; URL: http://amf-phylogeny.com). Das System wird durchaus noch kontrovers diskutiert, ist aber wohl in seinen Grundzügen gefestigt (Oehl et al. 2011; Young 2012; Redecker et al. 2013). Derzeit sind 240 Arten anerkannt, die in vier Ordnungen fallen (Abbildung 5.5.1): Glomerales, Diversisporales, Archaeosporales und Paraglomerales. Die Glomerales umfassen zwei Familien, die Glomeraceae (entsprechen früherer Glomus Gruppe A) mit den Gattungen Glomus, Funelliformis, Rhizophagus und Sclerocystis und die Claroideoglomeraceae (entsprechen früherer Glomus Gruppe B) mit der einzigen Gattung Claroideoglomus. Unter Diversisporales werden vier Familien mit ein bis fünf Gattungen gefaßt: Acaulosporaceae (Acaulospora), Entrophosporaceae (Entrophospora), Diversisporaceae (Diversispora, Otospora, Redeckera), Gigasporaceae (Gigaspora, Scutellospora, Dentiscutata, Cetraspora, Racocetra) und Pacisporaceae (Pacispora). Die Archaeosporales umfassen drei Familien mit jeweils einer Gattung, Ambisporaceae (Ambispora), Geosiphonaceae (Geosiphon) und Archaeosporaceae (Archaeospora). Die Paraglomerales enthalten bisher nur eine Familie und Gattung (Paraglomeraceae; Paraglomus). Beschreibungen einzelner, in Kultur genommener Arten findet man unter www.invam.caf.wvu.wdu/fungi/taxonomy/speciesID.htm und http://amf-phylogeny.com.

Ob sich aus der Verwandtschaft funktionale Unterschiede begründen oder ökologische und geografische Anpassungen ableiten lassen, lässt sich vorerst noch nicht sagen, denn die Zahl der beschriebenen und kultivierten Arten entspricht sicher nur einem Bruchteil der tatsächlich vorhandenen, durch DNA-Sequenzen belegten (Sequenzen siehe unter http://maarjam.botany.ut.ee). Etwa 30% der Arten gelten als weltweit verbreitet, etwa 90 % kommen auf mindestens zwei Kontinenten vor (Davison et al. 2015). Das betont nochmals die eingangs besprochene Unspezifität dieser Mykorrhizapilze. Es zeigen sich aber Unterschiede in der Besiedlungsgeschwindigkeit zwischen Glomaceae, Acaulosporaceae und Gigasporaceae und erwartungsgemäß auch im Ausmaß der Förderung verschiedener Pflanzen (Hart & Reader 2002; Helgason et al. 2002; Urcelay & Diaz 2003).

Bisher wurden nur wenige Pilz-Strukturen in den Mykorrhizen selbst für eine Charakterisierung verwendet. Um diese Strukturen im Mikroskop zu erkennen, müssen die Wurzeln mit Kalilauge aufgehellt und die Hyphen mit Trypanblau, Baumwollblau, Tinte oder Chlorazol Black angefärbt und die Gewebeschichten sorgfältig auseinander präpariert werden (Phillips & Hayman 1970; Brundrett et al. 1984; Beck et al. 2007). Paraglomus und Ambispora färben sich nur schwach mit Trypanblau, während sich andere Glomeromycota kräftig färben. Gigasporaceae, Paraglomus und Archaeospora bilden keine Vesikel in den Mykorrhizen aus. Glomerales bilden häufig Anastomosen im Interzellularraum, Gigasporaceae können dies nicht. Beck et al. 2007 beschrieben eine Vielfalt von zuvor nicht bekannten Anheftungsformen (Hyphopodienstrukturen) an der Wurzeloberfläche von Bäumen des andinen, tropischen Bergregenwalds, die aber erst ansatzweise molekular den bekannten Gattungen zugeordnet werden konnten (siehe Kapitel "Die Strukturen der Mykorrhizen").

Die Mykorrhizapilze unter den Ascomycota[Bearbeiten]

Die Hyphen der Ascomycota (Schlauchpilze) enthalten Chitin in den Zellwänden und haben eine sexuelle, dikaryotische Phase zur Bildung von Sporen (Ascosporen) in schlauchförmigen, Asci genannten Behältern. Die Asci werden in Fruchtkörpern gebildet, die schüsselförmig, becherförmig oder gestielt sind oder unterirdische Knollen (Trüffel) bilden. Die Hyphen sind regelmäßig septiert. Die Septen haben einfache Poren, die von sog. Woroninkörpern begleitet werden (Abbildung 5.2.3.7).

Abb. 5.6.1 System der Ascomycota nach James et al. 2006 und Laesso & Hansen 2007

Die Ascomycota sind die artenreichste Pilzgruppe und enthalten saprobe und parasitische Arten sowie zweierlei Symbionten, nämlich Flechtenpilze und Mykorrhizapilze (Abbildung 5. 6. 1). Vornehmlich drei Untergruppen der Pezizomycotina (Becherlingsartige) bilden Flechtensymbiosen mit Blaualgen oder Grünalgen, insgesamt 40% aller Ascomycota (Lutzoni et al. 2001; Schoch et mult. 2009). Die Untergruppe Pezizomycetes enthält die bekanntesten Mykorrhizapilze unter den Ascomycota, die echten Trüffel (Tuber spp.). Auch Wüstentrüffel (Terfezia spp.), weitere trüffelartige und kleine Becherlinge sind Mykorrhizapilze. In allen diesen Familien stehen aber auch zahlreiche saprobe Arten. Mykorrhizapilze kommen noch vereinzelt in den Dothidiomycetes (Cenococcum geophilum), Eurotiomycetes (Hirschtrüffel, Elaphomyces spp.) und Leotiomycetes (Rhizoscyphus ericae) vor. Auch diese Gattungen sind entweder kleine Becherlinge (Rhizoscyphus ericae), trüffelartig (Elaphomyces spp.) oder überdauern im Boden als sog. Sklerotien, kugelige Hyphengeflechte mit fester Rinde (Cenococcum geophilum). Während die Pezizomycetes nur saprobe und symbiotische Arten enthalten, findet man in den letztgenannten Gruppen auch Pflanzenparasiten und teilweise Tierparasiten.

Abb. 5.6.2 Schlauchpilze

Das isolierte Vorkommen der genannten, weit verbreiteten und häufigen Mykorrhizapilze ist entwicklungsgeschichtlich schwer zu verstehen. Auffällig ist die vergleichsweise geringe Artenzahl und das Vorherrschen von im Boden lebenden, unterirdischen oder hypogäischen Fruchtkörperformen (Abbildung 5.6.2). Letzteres deutet auf eine durch Trockenstress bedingte Selektion. Entwicklungsgeschichtlich liegt ein mehrfacher Übergang vor von offenen „Bechern“ (Apothecien), bei denen die Sporen aus den Asci geschleudert und anschließend durch den Wind verbreitet werden, zu geschlossenen „Trüffel“, in denen die Sporen nicht mehr ausgeschleudert sondern von Tieren verbreitet werden.

Die Verbreitung der Sporen der „Trüffel“ erfolgt durch grabende Säugetiere, wie Hörnchen, Wühlmäuse oder Wildschweine, die durch unterschiedliche Düfte angelockt werden. Hörnchen vergraben zusätzlich die Samen der zu mykorrhizierenden Baumarten durch Anlegen von Wintervorräten und geben die Mykorrhiapilze gleich dazu (Maser et al. 1978). Hypogäische Pilze sind daher wohl durchgehend Symbionten und verdanken ihre Entstehung dem Zusammenspiel der Mykorrhizierung von Bäumen mit nährstoffreichen Samen, Sporen verbreitenden kleinen Säugetieren und einem winterkalten und/oder sommertrockenen Klima. Besonders eindrucksvoll ist das in den Nadelwäldern von Kalifornien und Oregon oder in Australien zu beobachten. Das Phänomen ist unter den Basidiomycota noch ausgeprägter (siehe dort). Bemerkenswert ist, dass Echte Trüffel (Tuber spp.) über flüchtige Verbindungen, die u. a. Tiere anlocken, einen hemmenden Einfluss auf das Pflanzenwachstum haben können, sodass ringförmige "Brandzonen" entstehen können (Pacioni 1991).

Die Mykorrhizapilze sind mit ausdauernden, fast ausschließlich holzigen Sträuchern und Bäumen aus nur wenigen Pflanzenfamilien assoziiert (siehe Kapitel "Die Assoziationen im Pflanzenreich"). Sphaerozone ostiolatum wurde an Buche, die Wüstentrüffel Terfezia und Tirmania am Sonnenröschen (Helianthemum spp.) nachgewiesen (Dexheimer et al. 1985). Tedersoo et al. 2006a fanden Peziza michelii, P. depressa, Sarcosphaera coronaria und Pachyphloeus sp. als Mykorrhizapilze in nordeuropäischen Wäldern. Tuber puberulum ist in Fichtenwäldern bei uns nicht selten. Andere Tuber Arten bevorzugen Laubbäume, wie Haselnuss und Eiche, bei uns T. rufum, T. aestivum, im Mittelmeerraum die kulinarisch wertvollen Arten T. melanosporum und T. borchii. Weitere Gattungen in nordhemisphärischen Wäldern, besonders in den Nadelwäldern des westlichen Nordameika, sind Choiromyces, Balsamia, Barssia, Hydnotrya, Leucangium und Fischerula. Dingleya, Reddelomyces, Labyrinthomyces und Gymnohydnotrya sind südhemisphärische Gattungen an Eucalyptus. Lange Zeit wurden die echten Trüffel (Tuber spp.) als rein nordhemisphärisch angesehen. In die Verwandtschaft der Tuberaceae gehört aber auch ein Becherling aus Argentinien, Nothojafnea thaxteri, womit auch in dieser Gruppe die Entwicklung von schüsselförmigen zu knolligen Fruchtkörpern belegt werden kann (Bonito et mult. 2013).

Auch in den Pyronemataceae finden sich einige „trüffelartige“ Mykorrhizapilze europäischer Waldbäume (Genea, Geopora, Genabea, Gilkeya, Phaeangium) aber auch „Becherlinge“ wie Wilcoxina spp., Trichophaea hybrida, Humaria hemisphaerica, Tarzetta sp., Geopyxis carbonaria, Pulvinula spp. und Sphaerosporella brunnea. Die nahe Verwandtschaft von Humaria und Genea belegt beispielhaft die Entwicklung von oberirdisch wachsenden, becherförmigen zu unterirdisch wachsenden, geschlossenen Fruchtkörpern (Erős-Honti et al. 2008). Die bronzefarbenen Mykorrhizen von Genea hispidula und G. verrucosa wurden von Buche bzw. Eiche beschrieben und sind in unseren Wäldern nicht selten. Die unscheinbaren Mykorrhizen von Wilcoxina oder Tricharina mikolae, wurden früher als „E-strain“ bezeichnet und treten besonders an Nadelbäumen oder Birke auf Brandflächen oder in Baumschulen auf (Yang & Wilcox 1984). Durch den dünnen Hyphenmantel scheint die Wurzelrinde durch, was zu Fehldiagnosen als „nicht mykorrhiziert“ führen kann. Wilcoxina mikolae bildet mit Kiefern eine Ektendomykorrhiza mit Hartigschem Netz und intrazellulären Hyphen, mit Fichte und Birke aber eine Ektomykorrhiza ohne intrazelluläre Hyphen und ohne Mantel (Scales & Peterson 1991a, Scales & Peterson 1991b).

Cenococcum geophilum (= C. graniforme) ist der weltweit häufigste und nur als Ektomykorrhiza mit schwarzem Myzel und als vegetative Dauerform (Sklerotien: 1-2 mm große, schwarze Kügelchen im Boden) bekannte Mykorrhizapilz. Die Mykorrhizen sind außerordentlich resistent gegen Trockenstress. Das Myzel ist kultivierbar und bildet samtig schwarze, langsam wachsende Kulturen. Das Genom wurde vollständig sequenziert und Symbiose spezifische Gene bereits identifiziert (Peter et mult. 2016). Obwohl Fruchtkörper bisher nicht gefunden wurden, weisen molekulare Daten auf die Möglichkeit einer sexuelle Phase hin. Molekular-phylogenetisch steht Cenococcum geophilum als einziger Mykorrhizapilz in der großen Familie der Dothideomycetes. Seine nächsten Verwandten sind Saprobe (Lepidopterella und Glonium). Obwohl er eine der kürzesten ITS-Regionen von Pilzen hat, weist diese dennoch eine sehr hohe Variabilität auf (90/140 bp; Shinohara et al. 1999; Jany et al. 2002). Das Genom selbst ist sehr groß (178 Megabites), was vor allem an der großen Zahl von repetitiven Transposons liegt. Eine Voraussetzung der symbiotischen Lebensweise ist die geringe Zahl von Genen, die für den Zellwandabbau kodieren. Im Vergleich zu Agaricomycetes-Symbionten hat C. geophilum aber noch eine relativ große Zahl an Zellwand abbauenden Enzymen und die Reaktion der Pflanze unterscheidet sich dem entsprechend. Eine große Zahl spezifischer Gene wurde gefunden, die für kleine, sekretierte Proteine kodieren, die wohl für die Erkennung von selbst und nicht selbst notwendig, deren Funktionen aber noch nicht geklärt sind. Bemerkenswert ist vor allem die gesteigerte Expression von Aquaporin-Genen, die die Resistenz des Pilzes gegen Trockenstress erklären könnte (Peter et mult. 2016).

Die Mykorrhizen von C. geophilum sind an allen ektomykorrhizierten Baumarten zu finden (Trappe 1962) und in humusreichen Nadelwaldböden auf sandiger Unterlage extrem häufig, also auf Standorten mit häufiger Trockenheit (Mexal & Reid 1973). Die Mykorrhizen sind ist aber auch nach Bränden und Vulkanausbrüchen wichtig (Wu et al. 2004). Cenococcum geophilum wurde auch an der Silberwurz (Dryas octopetala), dem Knöllchenknöterich (Polygonum viviparum) und am Schuppenried (Kobresia myosuroides) nachgewiesen (Massicotte et al. 1998). Diese alpinen Pflanzen werden als Eiszeitrelikte angesehenen und könnten als Symbiontenträger die Wiedereinwanderung von Hasel und Kiefer nach der Eiszeit unterstützt haben, denn die Silberwurz war damals weit verbreitet (Dryaszeit) und die Sklerotien werden von Hörnchen und anderen kleinen Nagetieren gefressen, die das Myzel mit Pfoten und Fell übertragen.

Die Hirschtrüffel (Elaphomyces spp.) bilden mit 14 Arten eine eigenständige Gruppe von Mykorrhitzapilzen innerhalb der Eurotiomycetes (Geiser et al. 2006). Hierher gehört auch das anamorphe Stadium (Myzel mit vegetativen Sporen), Oidiodendron maius. Hirschtrüffel bilden im Boden dunkelbraune Cleistothecien, d. h. Fruchtkörper, die sich nicht öffnen. Die äußere Hülle (Peridie) ist warzig, höckerig, ohne anhängendes Myzel und umgibt die runden Asci, die frei in den inneren Hohlraum wachsen. Die runden Sporen werden durch Zerfall der Asci frei oder über Tiere, z. B. Wildschweine und Hörnchen verbreitet, für die sie eine wichtige Nahrungsquelle darstellen (North et al. 1997). In unsern Nadelwäldern sind zwei Arten häufig, E. granulatus und E. muricatus. Die Mykorrhizen haben ein farbloses, feines Myzel. Der Hyphenmantel besteht aus auffallend hirschgeweihförmig verzweigten Hyphen.

Rhizoscyphus ericae aggr. (Zhang & Zhuang 2004; = Hymenoscyphus ericae oder Pezizella ericae) umfasst nah verwandte Vertreter einer weit verbreiteten Symbionten-Gruppe, die auf Grund molekularer Daten zu den Leotiomycetes gestellt wird (Wang et al. 2006). Rhizoscyphus ericae bildet feine, zunächst farblose, später dunkel pigmentierte, melanisierte Hyphen und winzige, becherförmige Fruchtkörper (Read 1974). Anamorphe Myzelkulturen aus dieser Verwandtschaft sind Scytalidium vaccini und Phialophora finlandia = Cadophora finlandia (Egger & Sigler 1993; Vrålstad et al. 2002). Rhizoscyphus ericae bildet Mykorrhizen mit Heidekrautgewächsen und Lebermoosen (Pressel et al. 2010), aber auch Ektomykorrhizen mit Bäumen (Vrålstad 2004). Wahrscheinlich gehören auch Ascomyceten aus epiphytischen, tropischen Farnen hierher (Kottke et al. 2008). Aus Grammitis blepharoides, einem epiphytischen Farn aus Costa Rica, konnte ein dunkel pigmentiertes, langsam wachsendes Myzel isoliert werden, das mit dem Heidekraut (Calluna vulgaris) in Kultur eine Mykorrhiza bildet und auch das Wachstum dieser Pflanzen fördert (Wäckers 1998). Ein Vertreter dieser Gruppe wurde auch an Graffenrieda emarginata und G. hartlingii (Melastomataceae; Bäume im Bergregenwald der Nordanden) molekular und strukturell als Ektomykorrhiza bildend nachgewiesen (Haug et al. 2004).

Die Vorkommen dieser Pilzgruppe auf humusreichen, sehr nährstoffarmen, meist sauren Standorten lassen sich erklären, wenn man berücksichtigt, dass R. ericae über eine besondere Enzymausstattung verfügt, mit der schwer zugängliche Nährstoffquellen erschlossen werden können. Eine Mykorrhizierung kann demnach nur an Pflanzen erfolgen, deren Wurzeln nicht als Substrat dienen und daher nicht mit Abwehrreaktionen reagieren. In den Zellwänden von Calluna vulgaris (Heidekraut) wurde nur wenig oder kein Pektin gefunden (Nachweis mit Antikörpern JIM5/JIM7, Peretto et al. 1990). Obwohl R. ericae Pektin abbauen kann, wurde daher keine Abwehrreaktion der Pflanze beobachtet. Polygalacturonasen wurden nur außerhalb der Mykorrhiza an Hyphen exprimiert (Peretto et al. 1993). Im Gegensatz dazu enthalten die Zellwände von Trifolium pratense (Wiesenklee) sehr viel Pektin. Bei einem Infektionsversuch wurde eine hohe Pektinaseaktivität von R. ericae gefunden. Der Pilz nutzte die Nichtwirtspflanze als Substrat (Bonfante-Fasolo et al. 1984).  

Die Mykorrhizapilze unter den Basidiomycota[Bearbeiten]

Myorrhizapilze finden sich in großer Artenzahl gemeinsam mit Saproben in der Untergruppe Agaricomycetes (Champignonartige) der Agaricomycotina (Fruchtkörper bildende Ständerpilze; Abbildung 5.7.1). Eine kleine Gruppe, die Atractiellomycetes, steht derzeit noch bei den Pucciniomycotina (Rostpilzen). Wie der Name „Fruchtkörper bildende Ständerpilze“ andeutet, bilden die Agaricomycotina sexuelle Sporen an „Ständern“ (Basidien), die in Lagern (Hymenien) dicht gedrängt nebeneinander stehen und in Fruchtkörpern (Basidiomata) angeordnet werden. Die ursprünglichste Form der Fruchtkörper sind feine, oft gelatinöse Krusten (corticioide Fuchtkörper), in denen die Basidien aufrecht stehen und die nach außen abgeschnürten Schleudersporen durch den Wind verbreitet werden. Daraus entwickelte sich eine Vielzahl verschiedener, gestielter Formen, bei denen die Basidien mit den Schleudersporen an der Unterseite der Fruchtkörper an Leisten (clavarioid, cantharelloid, z. B. Pfifferling) oder in Hüten an Lamellen (agaricoid, z. B. Fliegenpilz), Stiften (hydnoid, z. B. Habichtspilz) oder in Röhren (boletoid; z. B. Steinpilz und Maronenröhrling) angelegt werden. Die letzte Entwicklungsstufe sind, wie bei den Ascomycota, unterirdisch wachsende (hypogäische), geschlossene (gastroide) Fruchtkörper, in denen die Sporen nicht mehr abgeschleudert sondern von Tieren verbreitet werden. Die Fruchtkörperformen wurden, ausgehend von krustigen Formen, unabhängig mehrfach entwickelt, was zunächst morphologisch abgeleitet (Oberwinkler 1985; Bougher et al. 1993) und später molekular-phylogenetisch vielfach bestätigt worden ist (Bruns et al. 1989; Hibbett & Binder 2002; Larsson & Larsson 2003; Miller et al. 2006; Binder et al. 2010).

Abb. 5.7.1 System der Ständerpilze (Agaricomycotina) mit Mykkorrhizapilzen und Saproben, Fruchtkörperformen und wichtigen Enzymen


Alle diese Fruchtkörper- und Hymenium-Formen sind unter den Mykorrhizapilzen der Agaricomycetes zu finden und der Sporenverbreitung durch Tiere kommt hier wahrscheinlich eine noch größere Bedeutung zu als bei den Ascomycota. Bereits die oberirdisch wachsenden, relativ großen Fruchtkörper locken durch Duftstoffe Tiere an, werden von ihnen gefressen und die Sporen ausgeschieden. Zu den Mykorrhizapilzen gehören fast alle wohlschmeckenden Waldpilze! Schon die Entwicklung zu diesen kompakten, eiweißreichen Fruchtkörpern muss als Folge der Tierverbreitung gesehen werden und setzte sich fort in der großen Zahl von Arten mit unterirdischen Fruchtkörpern (Bougher & Tommerup 1996). Zusätzlich besteht auch hier ein Zusammenhang mit langen Trockenzeiten sowie häufigen Waldbränden. Hypogäische Arten sind daher in Australiens Eucalyptuswäldern und in den Nadelwäldern des Westlichen Nordamerika besonders häufig und artenreich (Claridge et al. 2000). Die Sporen der Wurzeltrüffel (Rhizopogon spp.) überdauern nachweislich Brände und lange Trockenzeiten (Bruns et al. 2002).

Die Mehrzahl der Mykorrhizapilze bildet Ektomykorrhizen mit Bäumen der Kieferngewächse (Pinaceae) und verschiedenen Familien oder Gattungen unter den Rosenartigen (Rosidae) (siehe Kapitel "Die Assoziationen im Pflanzenreich"). Mit Erikagewächsen werden arbutoide oder cavendishioide Mykorrhizen gebildet, seltener ericoide Mykorrhizen. Außerdem sind Orchideen und einige Lebermoose mit Agaricomycetes assoziiert. Entsprechend sind Familien und Gattungen dort verbreitet, wo sie ihre Pflanzenpartner finden, d. h. vorherrschend außerhalb der Tropen, in Gebieten mit Jahreszeitenklima auf der Nord- und Südhalbkugel.

Die Mykorrhizapilze stehen in den Agaricomycetes als abgeleitete Schwestergruppen zu Saproben, d. h. Gattungen, die ihren Kohlenhydratbedarf aus dem Abbau von Holz oder Streu beziehen. Um das zu erreichen, sind die Saproben ab den Auriculariales (Ohrlappenpilze) mit Enzymen zum Abbau von Holz (Lignozellulose) ausgestattet. Bei den Mykorrhizapilzen geht gleichzeitig die Fähigkeit zum Abbau von Cellulose verloren. Anschauliche Beispiele für die phylogenetisch abgeleitete Stellung der Symbionten im Verhältnis zu den Saproben, sowie die ebenfalls abgeleiteten, sehr seltenen, parasitischen Arten geben Matheny et mult. 2006 für Agaricales (Blätterpilze) und Miller et al. 2006 für Russulales (Täublinge und Milchlinge). Es würde zu weit führen, diese Ergebnisse hier genauer darzustellen. Die Kombination der saproben mit der symbiotischen Lebensweise macht die Agaricomycetes besonders erfolgreich, sowohl was ihre Diversität betrifft als auch bezüglich der Anpassungen an das Jahreszeitenklima. Die Mykorrhizapilze fördern produktive Baumbestände, die Lignocellulose abbauenden Saproben sorgen für das Reycling des Holzes und der großen Streumengen, die in Wäldern mit Ektomykorrhizen im Jahreszeitenklima anfallen.

Abb. 5.7.2 Horizontale Vorkommen

Jahreszeitenklima und große Streumengen führen zu mehr oder weniger gut ausgeprägten Bodenhorizonten von Rohhumus über Rohumusartigen Moder zu Moder und Mull Böden. Die Mykorrhizapilze zeigen entsprechend dem Gehalt und der Form des Humus eine unterschiedliche Verteilung (Abbildung 5.7.2). Thelephorales, Atheliaceae (z. B. Piloderma) und Sebacinaceae bevorzugen die noch wenig zersetzten Humusauflagen, während Russulales bevorzugt im humosen Mineralboden auftreten und Cenococcum in allen Horizonten zu finden ist (Haug et al. 1986; Tedersoo et al. 2003; Gebhardt et al. 2009). Entsprechend haben Untergrund, Bestandeszusammensetzung, Alter und menschliche Eingriffe in den Wald, wie Kalkungen oder Versauerung, Einfluss auf das Vorkommen der Mykorrhizapilze (Qian et al. 1998a; Tedersoo et al. 2006b). So gewährleistet die Vielzahl der Mykorrhizapilze die Versorgung der Bäume mit Mineralien und Wasser aus unterschiedlichen Bodenschichten und auf kalkreichem wie kalkarmen Untergrund.

Die Sebacinales (Wachskrusten) sind die basal stehende Ordnung innerhalb der Agaricomycetes. Sie bilden hauchdünne bis wachsige Überzüge auf verrottendem Pflanzenmaterial und zeichnen sich durch längsseptierte Basidien (Abbildung 5.7.1) und einen speziellen Septenporus aus (Doliporus mit durchgehendem Parenthesom, Abbildung 5.2.3.2). Die Familie der Sebacinaceae (vormals: Sebacina incrustans-Gruppe oder Sebacina A; Oberwinkler et al. 2013a; Oberwinkler et al. 2014) bildet an Fichte, Buche, Hainbuche, Haselnuss, Eucalyptus und Linde Ektomykorrhizen und versorgt von dort auch heterotrophe und mixotrophe Orchideen mit Kohlenhydraten (z. B. Nestwurz, Neottia nidus-avis; Selosse et al. 2002a, Selosse etal. 2002b). Auch an Erdbeerbaum (Arbutus unedo) und Wintergrün (Pyrola chlorantha und Orthilia secunda) wurden Sebacinaceae nachgewiesen (Selosse et al. 2007).

Die zweite Familie, Serendipitaceae, vormals (Sebacinales B, Sebacina vermifera Gruppe Oberwinkler et al. 2014) bilden Endomykorrhizen mit Lebermoosen, grünen Orchideen und Heidekrautgewächsen, sowie Ektendomykorrhizen mit den Andinen Ericaceae (Kottke et al. 2003; Setaro et al. 2006a, Setaro et al. 2006b; Suárez et al. 2008). Orchideen, und Andine Ericaceae sind aber mit jeweils eigenen Arten der Seredipita-Gruppe assoziiert und bilden eigene Netzwerke, obwohl diese Pflanzen direkt nebeneinander vorkommen (Setaro et al. 2013). Ein erste experimenteller Arbeit bestätigt die spezifische Bindung der jüngsten Gruppe der Serendipitaceae (crown group) an Ericaceae und zeigt die nur geringe Besiedelung durch Isolate von Orchideen (Vohnik et al. 2016). Freiland-Untersuchungen machen es wahrscheinlich, dass die Serendipitaceae der Andinen Ericaceae mit diesen zusammen aus Nordamerika eingewandert sind (Setaro & Kron 2012). Eine vergleichbar enge Bindung ist für die Orchideen und ihre Symbionten zu erwarten, denn schon jetzt sind einzelne Sequenzen weltweit nachgewiesen. Auch die mit terrestrischen Lebermoosen assoziierten Serendipitaceae stimmen in Mitteleuropa und der Antarktis überein (Newsham & Bridge 2010). Der Bezug zur Pflanzengruppe erscheint also hoch konserviert und weist auf eine gemeinsame Ausbreitung hin.

Die Tulasnellaceae (Violette Wachskrusten) sind die wichtigsten Mykorrhizapilze der grünen Orchideen, mit denen sie weltweit unspezifisch mit terrestrischen und epiphytischen Arten assoziieren. Systematisch steht die Familie Tulasnellaceae in der Ordnung Cantharellales (Veldre et mult. 2013; Gónzales et al. 2016). Die Fruchtkörper sind unscheinbare, dünne bis krustenförmige, wachsige, grau bis violette Lager auf morschem Holz und Ästen. Auf dem Hymenium werden Basidien mit charakteristischen, aufgeblähten Sterigmen (Epibasidien) gebildet (Abbildung 5.7.1). Die Basidien stehen offen in diesem Lager. Tulasnella kann in den Mykorrhizen an den besonderen Septenporen (Doliporen mit nicht perforiertem, schüsselförmigen Parenthesom) und Schleimeinlagerungen in den Hyphenwänden von anderen Pilzen unterschieden werden (Abb. 5.2.3.3).

Die bisher beschriebenen ca. 40 Arten müssen auf Grund molekularer Ergebnisse revidiert werden (Cruz et al. 2014). Die Artenzahl ist um ein Vielfaches höher als zuvor bekannt, wie molekulare Nachweise aus Orchideenmykorrhizen zeigen (Jacquemyn et al. 2011; Martos et al. 2012; Kottke et al. 2013). Tulasnella Arten sind auch Symbionten der Ohnnervmoose (Aneuraceae, Lebermoose) (Kottke et al. 2003, Pressel et al. 2010). Die gleichen Arten bilden Ektomykorrhizen mit Birke und Kiefer und versorgen die chlorophyllfreie Aneura mirabilis = Cryptothallus mirabilis mit Kohlenstoff, wie experimentell nachgewiesen wurde (Bidartondo et al. 2003). Tulasnella bildet auch eine Ektomykorrhiza mit einem dünnen Hyphenmantel an dem neotropischen Baum Graffenrieda emarginata (Melastomataceae; Haug et al. 2004).

Die Ceratobasidiaceae (Wachsbasidien) werden ebenfalls der Ordnung Cantharellales zugeordnet und weisen als typischen Septenporus einen Doliporus mit groß-löchrigem Parenthesom auf (Abbildung 5.2.3.4). Die Familie enthält neben Symbionten von terrestrischen Orchideen viele parasitische und einige saprobe Arten (Veldre et mult. 2013). Die Autoren fanden eine klare, molekular-phylogenetisch begründete Trennung zwischen Gruppen von parasitischen Arten und den Gruppen mit Symbionten und Saproben. Oberwinkler et al. 2013b legen ein revidiertes Gattungs- und Artkonzept zum Ceratobasidium-Rhizoctonia Komplex vor, nach dem nur die Art Ceratobasidium calospora anerkannt wird und Rhizoctonia für alle Thanatephorus benannten Arten gilt. Während die Gattung Rhizoctonia = Thanatephorus Pflanzen parasitiert, werden Isolate und Sequenzen aus terrestrischen Orchideenmykorrhizen Ceratobasidium zugeordnet. Eine weitere taxonomische (Namen gebende) Bearbeitung steht noch aus. Yagame et al. 2008 und Yagame et al. 2012 erzeugten in Kultur Ektomykorrhizen an Tannen und Kiefernsämlingen mit Isolaten von Ceratobasidium aus mykoheterotrophen Orchideen Südostasiens. Ein vergleichbares Ergebnis hatten Bougoure et al. 2009 bereits für Isolate aus der australischen, hypogäisch wachsende Orchidee Rhizathella gardneri an Melaleuca uncinata (Myrtaceae) erhalten. Ein ultrastruktureller Nachweis der Ektomykorrhizen in Natur steht aber noch aus.

Unter den weiteren Familien der Cantharellales sind insbesondere Pfifferlinge (Cantharellus spp.), Totentrompete (Craterellus cornucopoides), Semmelstoppelpilze (Hydnum spp.), Kammförmige Koralle (Clavulina) und die krustigen Rindenpilze (Sistotrema) weit verbreitete Ektomykorrhizapilze. Unter den Hymenochaetales, die sonst eine rein saprobe Gruppe darstellen, wurde der Harzrindenpilz (Resinicium) als Symbiont der tropischen, chlorophyllfreien Erdorchidee Gastrodia similis auf La Réunion gefunden (Martos et mult. 2009). Thelephorales enthalten wahrscheinlich die am weitesten verbreiteten Ektomykorrhizapilze in großer Artenzahl. Man findet sie nicht nur an Baumschulpflanzen und als Frühbesiedler in Aufforstungen an jungen Fichten und Birken ("early stage fungi") sowie als häufigste Mykorrhizapilz in Koniferenwäldern, sondern auch mit Nyctaginaceae im neotropischen Bergregenwald, wo sonst ausschließlich mit Glomeromycota mykorrhizierte Bäume wachsen (Horton & Bruns 1998; Haug et al. 2005). Sie sind auch die häufigsten Mykorrhizapilze der Drehfruchtbäume (Dipterocarpaceae) in Malaysia (Sirikantaramus et al. 2003).

Unter den Russulales befinden sich zwei Familien mit wahrscheinlich ausschließlich Ektomykorrhizapilzen, die Schafporlinge (Albatrellaceae) und die Täublinge und Milchlinge (Russulaceae) (Miller et al. 2006). In den Russulales steht als Ausnahme auch der parasitische, die Rotfäule der Fichte hervorrufende Wurzelschwamm (Heterobasidium annosum = H. irregulare). Zu den Atheliales, einer Schwestergruppe der Boletales mit krustigen Fruchtkörpern, gehören einige sehr häufige Mykorrhizapilze unserer Fichtenwälder wie Piloderma croceum, Amphinema byssoides, Tylospora fibrillosa und T. asterophora. Unter den Boletales sind Steinpilz, Maronenröhrling, Rotkappe und Kahler Krempling vielleicht die bekanntesten. Hierher gehören auch der Kahle Krempling (Paxillus involutus), die Erbsenstreulinge (Pisolithus), die Röhrlinge (Suillus spp.) und Kartoffelboviste (Scleromerma spp.) Unter den Agaricales (Blätterpilze) sind Fliegenpilz (Amanita muscaria), Tonblasser Fälbling (Hebeloma crustuliniforme), Violetter Lacktrichterling (Laccaria amethystina) und Rötlicher Lacktrichterling (L. laccata) Arten mit einem sehr breiten Wirtsspektrum (Roy et al. 2008). Laccaria bicolor ist der Modellpilz der molekularen Forschung (Martin et mult. 2008). In den tropischen Wäldern Asiens gibt es eine kleine Gruppe von rein saprophytischen Agaricales (Mycena, Gymnopus, Psathyrella, Marasmius), die chlorophyllfreie Orchideen mykorrhizieren und sie mit Nährstoffen versorgen (Selosse et al. 2010).


Wirtsbindungen der Agaricomycetes

Ishida et al. 2007 zeigten in einer beispielhaft umfangreichen Untersuchung in japanischen Mischwäldern (8 Baumarten aus drei Familien: Pinaceae, Fagaceae, Betulaceae) mit einer hohen Pilz-Diversität (121 bzw. 137 Arten je Standort), dass 36,5 % der Pilzarten Generalisten waren, 16,5 % an Fagaceae und Betulaceae und 8% an nur einer Baumfamilie vorkamen. Dieses Ergebnis kann als typisch für ECM Wälder angesehen werden. Die meisten und die häufigen Arten mykorrhizieren unspezifisch, bilden also Netzwerke wie eingangs beschrieben . Im Unterschied zu den Glomeromycota, gibt es unter den Agaricomycetes aber auch Spezialisten bezüglich der Partnerwahl (Molina et al. 1992; Horton & Bruns 1998). In unseren Wäldern sind z. B. der Fichtenreizker (Lactarius deterrimus) an Fichte (Picea abies), der Lachsreizker (L. salmonicolor) an Weißtanne (Abies alba), der Echte Reizker (L. deliciosus) an Waldkiefer (Pinus sylvestris), der Lärchenreizker (L. porninsis) an Lärche (Larix decidua), der Flaumige Milchling (L. pubescens) an Birke, der Erlenmilchling (L. obscuratus) an Erle, der Scharfe Milchling (L. acris) an Buche und der Rußbraune Milchling (L. fuliginosus) an Hasel gebunden. Für die spezifische Erkennung ihrer Partner wurden Lactarien-Lektine gefunden, die an 1,3ß-Galactosamin an der Oberfläche der Wurzelspitzen und der Wurzelhaare binden (Guillot et al. 1994; Guillot & Konska 1997).

Die Röhrlinge (Suilloide) unter den Boletales mykorrhizieren ausschließlich Kieferngewächse (Pinaceae). Ihre hypgäischen Mitglieder, die Wurzeltrüffel (Rhizopogon spp.) sind auch innerhalb der Pinaceae spezialisiert, die Erbsenstreulinge (Pisolithus spp) sind an die regionalen Baumarten gebunden. Experimente zeigten jedoch, dass in Mischpflanzungen Übergänge von Rhizopogon spp. auf andere Kieferngewächse möglich sind und unspezifisch auch Beerentraube (Arctostaphylos) oder Erdbeerbaum (Arbutus) mykorrhiziert werden (Massicotte et al. 1994; Molina et al. 1994). Auch spezifisch gebundene Mykorrhizapilze haben nicht nur einen Pflanzenpartner, zeigen aber deutliche Bevorzugungen. So mykorrhiziert Pisolithus tinctorius Kiefern und Eichen im Mittelmeerraum, australische Arten mykorrhizieren Eucalyptus und Acacia, während eine kenianische Art an Afzelia vorkommt (Martin et al. 2002).

Mit der Einfuhr von Eucalyptus-Sämlingen nach Spanien wurden die australischen Pilzarten mit eingeführt und erhielten sich in den Plantagen (u. a. Hydnangium carneum, Hymenogaster albus, Hysterangium inflatum, Labyrinthomyces donkii, Laccaria fraterna, Pisolithus albus, P. microcarpus, Rhulandiella berolinensis, Setchelliogaster rheophyllus, Tricholoma eucalypticum). Ein Übergang auf einheimische Baumarten wurde bisher nur an Hand von Fruchtkörperfunden unter Cistrose, nicht aber unter Eiche oder Kiefer nachgewiesen, dabei könnte es sich aber um eine eigene Art handeln (Martin et al. 2002; Díez 2005). Der Erbsenstreuling (Pisolithus) mediterraner Wirtspflanzen ging nicht auf gepflanzte Eucalyptus Bäume über, sondern diese behielten ihre australischen Arten (Diéz et al. 2001). Langfristig haben aber Übergänge auf andere Wirtsbaumarten stattgefunden. So zeigen Hosaka et al. 2008, wie die zunächst an Eucalyptus gebundenen, trüffelartigen Hysterangiales im Lauf der Erdgeschichte auf die Südbuche (Nothofagus), die Drehfruchtgewächse (Dipterocarpaceae) und andere Baumarten übergingen, wobei dann auch neue, aber nah verwandte hypogäische Arten entstanden. Zahlreiche weitere Beispiele für Spezialisierungen ließen sich anfügen, wobei diese auf unterschiedlichem Niveau stattfinden können, zwischen Familien, Gattungen, Arten oder innerhalb von Artkomplexen. Der Ausdruck wird daher in der Literatur sehr unterschiedlich verwendet.

Alle Untersuchungen weisen Spezialisierung unter den Agaricomycetes als abgeleitetes Merkmal aus und die Frage nach dem Vorteil dieser Entwicklung ist wohl eher negativ zu beantworten (Bruns et al. 2002). Leichter ist die Frage zu beantworten, unter welchen Bedingungen Spezialisierung auf Artebene überhaupt langfristig erhalten bleiben kann. Die notwendige Voraussetzung ist, dass der Partner in großer Zahl und langzeitig zur Verfügung steht. Spezifisch gebundene Ektomykorrhizapilze kommen daher nur in Wäldern mit dominanten Beständen einer oder weniger Baumarten vor und nicht in artenreichen Tropenwäldern mit vereinzelten, seltenen Baumarten oder gar an einjährigen Pflanzen.


Atractiellomycetes (Puccinomycotina) als Mykorrhizapilze von Orchideen

Sequenzen, die der Gattung Helicogloea zugeordnet wurden, waren gelegentlich aus Orchideenwurzeln erhalten worden. Aber erst die weite Verbreitung dieser zu den Atractiellomycetes gehörenden Pilze in Wurzeln von Orchideen des tropischen Bergregenwaldes von Südecuador und der ultrastrukturelle Nachweis in den Mykorrhizen erlaubten, sie als Mykorrhizapilze nachzuweisen (Abbildung 5.2.3.5 und 5.2.3.6; Kottke et al. 2010). Es fehlt aber noch ein experimenteller Nachweis der Förderung des Protocorms der Orchideen (Vorkeime) durch diese Pilze. Atractiellomycetes wurden bisher als Saprophyten angesehen. Sie bilden winzig kleine, schleimige Fruchtkörper mit „auricularioiden“ Basidien, weswegen sie morphologisch zu den parasitischen Rostpilzen (Pucciniomycotina) gestellt wurden. Zusätzlich haben die hier gefundenen Atractiellomycetes einfache Septenporen, die von Mikrobodies umgeben werden, was auch für diese Einordnung spricht (Bauer et al. 2006). Bisher wurden drei Arten molekularphylogenetisch unterschieden, die mit Helicogloea sp. eine eigene Gruppe innerhalb der Atractiellomycetes bilden (Kottke et al. 2010).


Die Assoziationen im Pflanzenreich[Bearbeiten]


Das Kapitel behandelt die Verbreitung der Mykorrhiza im Pflanzenreich. Die Darstellung folgt dem System der Pflanzen mit einem kurzen Blick auf fossile Belege. Außerdem werden zwei Sonderentwicklungen behandelt, mykoheterotrophe Pflanzen, das sind Pflanzen, die auf den Pilzen parasitieren, und nicht mykorrhizierte Pflanzen, Arten die ohne Mykorrhiza auskommen.

Lebermoose (Hepaticae)[Bearbeiten]

Lebermoose werden nach molekularphylogenetischen und fossilen Befunden als die ursprünglichsten der heute lebenden Landpflanzen angesehen (Wellman et al. 2003; Qiu et al. 2006; Heinrichs et al. 2007). Für eine ursprüngliche Lebensform spricht der einfache Bau ohne Wurzeln und der selbständige Gametophyt als die grüne, ausdauernde, in Thallus und meist einzellige Rhizoiden differenzierte Generation. Auf dem Gametophyten wird ein kurzlebiger, aus Seta und Sporenkapsel bestehender Sporophyt gebildet. Dieser Organisation entsprechend kann nur der Gametophyt mit Mykorrhizapilzen eine Symbiose eingehen.

Abb. 6.1.1 Erdgeschichtliche Entwicklung der Lebermoose mit Wechsel der Mykorrhizapilze

Die ursprünglichsten, ausschließlich terrestrisch (auf dem Boden) lebenden Gattungen Haplomitrium und Treubia (Haplomitropsida) haben ihren Verbreitungsschwerpunkt auf der Südhalbkugel (Neuseeland), kommen aber auch mit einer Art (H. hookeri) im Feldberggebiet vor. Ihre verdickte, z. T. im Boden lebende Achse ist mit Endogonales (Muroromycotina) assoziiert, die eine von der arbuskulären Mykorrhiza etwas abweichende Endomykorrhiza bilden (Carafa et al. 2003; Bidartondo et al. 2011). Die Mykothalli der Haplomitropsida werden als die ursprünglichste Mykorrhiza-Symbiose heute lebender Pflanzen angesehen und ihr Ursprung ins Ordoviz/Silur datiert (Abbildung 6.1.1, Field et al. 2014). Daran ändert nicht, dass auch Glomeromycota in Thalli beider Gattungen gefunden wurden (Ligrone et al. 2007). Man kann dies als späteren Erwerb ansehen, der durch die grundsätzliche Unspezifität der Partnerwahl möglich ist.

Die darauf folgenden (Abbildung 6.1.1), ebenfalls nur terrestrisch lebenden Brunnenlebermoose (Marchantiales; Marchantia polymorpha, M. chenopoda, Lunularia cruciata, Conocephalum conicum, Preissia quadrata und die Monocleales) haben einen in unterschiedliche Gewebe differenzierten Thallus und bilden typische arbuskuläre Mykothalli mit Glomeromycota (Ligrone et al. 2007). In einzelnen Proben wurden auch Endogonales nachgewiesen (Bidartondo et al. 2011). Die ebenfalls in diese Gruppe gehörenden Blasiales, Sphaerocarpales und Ricciales sind nicht mykorrhiziert. Sie kommen auf sehr feuchtem Schlamm oder auf dem Wasser schwimmend vor, wo Mykorrhizapilze fehlen und für die Nährstoffaufnahme auch nicht erforderlich sind. Die darauf folgenden, bereits zu den Jungermanniopsida gezählten Pelliidae (Beckenmoose) leben ebenfalls nur terrestrisch und bilden arbuskuläre Mykorrhiza mit Glomeromycota und vereinzelt Mykorrhizen mit Endogonales. Während die auf feuchter Erde lebenden Gattungen Pellia und Fossombronia zarte, blättrige Thalli bilden, sind die auf der Südhalbkugel beheimateten Pallaviciniaceae in eine mit Leitgewebe ausgestattete Achse und einschichtige, grüne Blattlappen differenziert (Abbildung 6.1.1 und 7.1.8).

Innerhalb der Jungermanniopsida (Beblätterte Lebermoose) erfolgten bemerkenswerte Veränderungen. Zwei Gruppen gingen unabhängig von einander zu epiphytischer Lebensweise über und leben ohne Mykorrhizen, denn auf Bäumen sind Sporen von Glomeromycota extrem selten. Dies sind die thallosen Metzgeriaceae (Igelhaubenmoose) einschließlich der tropischen Gattung Pleurozia und die beblätterten, sehr artenreichen Porellales (Kahlfruchtmoose). Die jeweiligen Schwestergruppen (Abbildung 6.1.1), die Aneuraceae (Ohnnervmoose) mit den Gattungen Aneura, Riccardi und Verdoornia und die artenreiche Gruppe der Jungermanniales blieben terrestrisch, gingen aber zu neuen Pilzpartnern über.

Aneuraceae wachsen auf morschem Holz, Wurzelanläufen und humusreichem Boden und werden von Tulasnellaceae (Agaricomycetes) mykorrhiziert, in ähnlicher Weise wie Orchideen (Kottke et al. 2003; Krause et al. 2011). Der Ursprung der Metzgeriidae wird von Heinrichs et al. 2007, auf etwa 308 M Jahre geschätzt, also ein Auftreten noch weit vor dem der Kieferngewächse und der Orchideen. Man kann nur darüber spekulieren, ob Aneuraceae schon so früh mit Tulasnellaceae eine Symbiose eingingen. Fossile Belege gibt es nicht und eine molekular-phylogenetische Datierung der Tulasnellaceae steht noch aus.

Die Jungermanniales bilden mit Rhizoscyphus ericae aggr. (Ascomycota) und Serendipita spp. (Sebacinales B, Basidiomycota) Mykorrhizen. Rhizoscyphus wurde insbesondere bei den Familien Lepidoziaceae, Cephaloziaceae, Cephaloziellaceae und Schistochilaceae gefunden (Pressel et al. 2010). Serendipita spp. wurden bisher nur in wenigen, terrestrischen Gattungen nachgewiesen (Scapania, Diplophyllum, Tritomaria, Nardia, Barbilophozia, Lophozia, Saccogyna, Southby; Kottke et al. 2003; Nebel et al. 2004; Bidartondo & Duckett 2010; Newsham & Bridge 2010). Teilweise kommen beide Pilzpartner im gleichen Thallus vor.

Hornmoose (Anthocerophytina), Bärlappe (Lycophytina) und Farnartige (Pteridophytina)[Bearbeiten]

In diesen drei Gruppen „niederer Pflanzen“ herrschen die Assoziationen mit Glomeromycota vor. Nur in wenigen Fällen gingen kleinere Gruppen zum Epiphytismus und damit verbunden zur Assoziation mit Ascomycota über.

Abb. 6.2.1 Hornmoos Anthoceros agrestis, Thallus und Sporenständer
Abb. 6.2.2

Hornmoose (Anthocerophytina) bilden eine kleine, eigenständige Gruppe von thallosen Pflanzen (Abbildung 6.2.1) und stehen auf Grundlage molekularer Phylogenien zwischen den Lebermoosen und den Farnartigen (Abbildung 6.2.2; Cox et al. 2014). Der grüne, scheibenförmige, gelappte Gametophyt bildet Mykothalli mit Endogonales (Mucoromycotina) und arbuskuläre Mykorrhiza mit Glomeromycota (Ligrone 1988; Desirò et al. 2013). Schüßler 2000, gelang erstmals eine Mykorrhizierung von Anthoceros punctatus mit Glomus claroideum unter axenischen Bedingungen. Hornmoose bevorzugen sandige, feuchte Standorte, wie Straßenböschungen, früher auch Stoppeläcker. Auf nährstoffreicheren Standorten leben Hornmoose auch ohne Mykorrhizapilze. Man kann daher von fakultativer Mykorrhizierung sprechen.

Bärlappe (Lycophytina) haben kompakte, chlorophyllfreie, meist unterirdisch lebende Gametophyten und selbständige, grüne Sporophyten (Abbildung 6.2.2). Die langlebigen Gametophyten sind regelmäßig gut mykorrhiziert und werden daher als mykoheterotroph bezeichnet, d. h. sie werden durch die Mykorrhizapilze mit Kohlenstoff versorgt, wahrscheinlich von der Mutterpflanze. In Sporophyten von Lycopodiella inundata, L. fastigiatum und L. anotinum wurden Endogonales (Mucoromycotina) nachgewiesen, die nahe Verwandtschaft zu den Mykorrhizapilzen der Hornmoose zeigen (Rimington et al. 2015). Die Strukturen in Gametophyten von L. clavatum lassen ebenfalls auf Endogonales schließen (Schmid & Oberwinkler 1993). In Sporophyten von Huperzia spp. und Lycopodium spp. und Gametophyten von Huperzia hypogeae aus den Páramos (Hochlagen) der Anden wurde eine kleine, eigenständige Gruppe der Glomeraceae gefunden (Winther & Friedmann 2008). Die Sporophyten sind aber oft sehr gering oder gar nicht mykorrhiziert (eigene Beobachtungen im Bergregenwald von Ecuador; Winther & Friedmann 2008; Rimington et al. 2015). Auch die zarten, meist tropischen Moosfarne (Selaginellaceae) sind gering mit Glomeromycota oder gar nicht mykorrhiziert (Zhao Zhi-Wei 2000). In Selaginella selaginoides und S. kraussiana wurden aber Glomeromycota nachgewiesen (Rimington et al. 2015).

Gabelblattgewächse (Psilotidae) und Natterzungengewächse (Ophioglossidae) bilden phylogenetisch Schwestergruppen, und stehen gemeinsam, basal allen anderen Farnartigen gegenüber (Abbildung 6.2.2; Pryer et al. 2001). Die Marattiidae (tropische Baumfarne) und die Schachtelhalme (Equisetidae) bilden ebenfalls Schwestergruppen, denen die eigentlichen Farne (Polypodiidae; Leptosporangiatae) mit einer großen Zahl von Ordnungen gegenüber stehen. Alle Farnartigen haben, ähnlich den Bärlappen, frei lebende Gametophyten, die bei den Gabelblattgewächsen und Natterzungengewächsen kompakte, chlorophyllfreie, unterirdisch lebende, mehrjährige Thalli bilden, bei den Marattiidae grüne, ausdauernde Thalli, bei den eigentlichen Farnen aber grüne, kurzlebige Prothallien. Die ausdauernden Gametophyten bilden stets Mykorrhizen, die Sporophyten in unterschiedlichem Ausmaß.

Zu den heute lebenden Gabelblattgewächsen gehören nur die tropischen Gattungen Psilotum (Gabelblatt) und Tmesipteris, zu den Natternzungengewächsen, die auch bei uns vorkommenden Gattungen Ophioglossum (Natternzunge), Botrychium (Mondraute) und die südostasiatische Gattung Helminthostachys. Schmid & Oberwinkler 1996, beschrieben auf Grund elektronenmikroskopischer Untersuchungen in Sporophyten von Ophioglossum reticulatum arbuskuläre Mykorrhizen und Strukturen, die wahrscheinlich den Endogonales zugeordnet werden müssen. Letztere Strukturen wurden auch im Gametophyten von Botrychium lunaria gefunden (Schmid & Oberwinkler 1994). Molekular wurden bisher nur Glomeraceae und Gigasporaceae in Gametophyten und Sporophyten von Psilotum und den Ophioglossidae nachgewiesen (Winter & Friedmann 2009; Zhao Zhi-Wei 2000; Kovács et al. 2007; Field et al. 2015; Rimington et al. 2015). Die chlorophyllfreien Gametophyten sind mit den gleichen Glomeraceae assoziiert wie die grünen Sporophyten und andere umgebende Pflanzen. Daraus kann man schließen, dass die Mykorrhizapilze Kohlenstoff aus den grünen Pflanzen beziehen könnten, um den mykoheterotrophen Gametophyten zu versorgen. Beim Fehlen der Mykorrhizapilze wachsen die Prothallien nicht und es werden keine Gameten ausgebildet (Winther & Friedmann 2007, Winther & Friedmann 2009). Die tropischen Marattiidae sind ebenfalls in beiden Generationen mit Glomeromycota assoziiert (Schmid & Oberwinkler 1995). Schachtelhalme bilden dagegen keine Mykorrhizen, obwohl vereinzelt Glomeromycota gefunden wurden.

Terrestrische Farne (Polypodiidae) sind mehrheitlich mit Glomeromycota assoziiert, epiphytische vereinzelt mit Ascomyceten (Abbildung 6.2.2). Letztere leben häufig ohne Mykorrhiza (Schmid et al. 1995; Zhao Zhi-Wei 2000; Kottke et al. 2008; Pressel et al. 2016 ). Nur bei den tropischen Arten der Osmundales, Gleicheniaceae; Schizeaceae und Cyatheaceae wurden auch in den relativ großen Prothallien arbuskuläre Mykorrhizen gefunden (Boullard 1979; Schmid & Oberwinkler 1995; Ogura-Tsujita et al. 2013). Zu den Mucoromycotina liegt bisher nur ein Nachweis vor (Sporophyt von Anogramma leptophylla; Rimington et al. 2015). Streifenfarne (Aspleniaceae) und Tüpfelfarne (Polypodiaceae) sowie die tropischen Vittariaceae und Aspidiacae scheinen durchgehend ohne Mykorrhiza zu leben. Tropische, insbesondere epiphytisch lebende Arten der Hautfarne (Hymenophyllaceae) der Gattung Hymenophyllum, der Grammitidaceae (Grammitis, Lillingeria), der Lomariopsidacee sowie einige Arten der Gattung Elaphoglossum (Dryopteridaceae) sind mit Ascomyceten assoziiert (Schmid et al. 1995; Kottke et al. 2008). Schmid et al. 1995 belegten auch mit transmissions-elektronenmikroskopischen Aufnahmen, dass sich die Hyphen der Ascomyceten in lebenden Zellen der Farne befinden. Die Strukturen ähneln denen in Lebermoosen. Trichomanes Arten, die terrestrisch leben, bilden aber Mykorrhizen mit Glomeromycota (Lehnert et al. 2009). Die Schwimmfarne (Salviniales) leben erwartungsgemäß ohne Mykorrhizen.

Nadelgehölze (Gymnospermae)[Bearbeiten]

Abb. 6.3.1

Zu den Nadelgehölzen oder Nacktsamern (Gymnospermae) gehören außer den bei uns verbreiteten Kieferngewächsen (Pinaceae), im Wesentlichen Ginkgo biloba, die Taxaceae (Eiben), Cupressaceae (Zypressen), Araucariaceae und Podocarpaceae, Taxodiaceae (Sumpfzypressen, Mammutbäume) sowie die Gnetaceae (Won & Renner 2006). Wie der molekular-phylogentisch basierte Stammbaum der Nadelgehölze zeigt, herrschen auch hier die Mykorrhizen mit Glomeromycota vor (Abbildung 6.3.1; Wang & Qiu 2006). Fossile Nachweise der Ginkgogewächse stammen aus dem frühen Perm (280 MJ), der Podocarpaceae und Araucariaceae aus der frühen Trias. Podocarpaceae und Araucariaceae haben auffallende, knöllchenartige Kurzwurzeln, die bereits von Janse 1897 beschrieben wurden und die regelmäßig mit Glomeromycota mykorrhiziert sind (Russel et al. 2002). Diese „Knöllchen“ haben nichts mit den von Stickstoff assimilierenden Bakterien erzeugten Knöllchen der Schmetterlingsblütler (Fabaceae) zu tun.

Die Entstehung der Kieferngewächse ist mit dem Übergang zu den Agaricomycetes und Pezizomycetes aufs engste verbunden (Abbildung 6.3.1). Alle Pinaceae sind ektomykorrhiziert und dieser Status wird als Synapomorphie gewertet (Hibbett & Matheny 2009). Der Übergang zeigt sich noch in vereinzelten Vorkommen von Hyphen und Vesikeln von Glomeromycota ohne Bildung von Arbuskeln (Cázares & Trappe 1993). Das bedeutet, der Übergang von Glomeromycota zu Agaricomycetes begründete eine neue Pflanzenfamilie innerhalb der Nadelgehölze.

Etwas ähnliches erfolgte noch einmal bei der Gattung Gnetum, die zusammen mit Ephedra und Welwitschia als Schwestergruppe zu den Pinaceae steht. Während die beiden letzteren Glomeromycota als Mykorrhizapilze beibehielten, ist Gnetum mit Agaricomycetes assoziiert. Won & Renner 2006 datieren die Entstehung der Pinaceae auf etwa 200 MJ, also in die Untere Jurazeit, was in etwa der Zeit der Entstehung der Agaricomycetes Mykorrhizapilze entsprechen würde (Hibbett & Matheny 2009; Abb. 3.2.3). Die Gnetaceae sind dagegen wesentlich jünger, nämlich nur etwa 50 MJ (Won & Renner 2006). Die Pinaceae sind in ihrer natürlichen Verbreitung auf die Nordhalbkugel beschränkt, obwohl ihre Entstehung noch vor den Zerfall des Großkontinent Pangea datiert. Der Großkontinent Pangea war aber durch einen hohen Gebirgszug in die nördliche (Laurasia) und die südliche (Gondawana) Landmasse getrennt (Willis & McElwain 2002). Ob das verhindert hat, dass sich die Kieferngewächse nach Süden ausbreiten konnten, kann nur vermutet werden.

Zu den Pinaceae gehören die wichtigsten Bäume des borealen und montanen Eurasien und Nordamerika, Fichte, Kiefer, Lärche, Tanne, Zeder, Douglasie und Hemlocktanne. Sie bilden große, einheitliche Bestände, die meist nur aus wenigen Baumarten bestehen und von der Holzmasse sehr produktiv sind. Es wird schon lange ein Zusammenhang dieser produktiven Monodominanz mit den spezifischen Mykorrhizapilzen gesehen, die die Bäume effektiver mit Nährstoffen versorgen können und an das Jahreszeitenklima besser angepasst sind als Glomeromycota. Es wurde schon im Kapitel "Die Mykorrhizapilze" darauf hingewiesen, dass nur in solchen einheitlichen, oft monodominanten Beständen, eine Spezialisierung derPilze möglich ist, da die Baumpartner in großer Zahl gewährleistet sind. Die Entstehung der Kieferngewächse mit ihren neuen Mykorrhizapilze ist also mit zahlreichen biologischen und ökologischen Veränderungen verbunden und von außerordentlicher Bedeutung für die heutigen Landökosysteme.

Gnetum africanum ist eine Liane afrikanischer Regenwälder. Eine nah verwandte Art wurde in den amazonischen Überschwemmungswäldern (Caatinga) von Venezuela gefunden. Beide Arten bilden Ektomykorrhizen mit Scleroderma und sind Begleiter in ektomykorrhizierten Caesalpiniaceen-Wäldern (Fassi & Moser 1991).

Blütenpflanzen (Angiospermae)[Bearbeiten]

Wie bereits in Kapitel Die Grundprinzipien, Langfristige Stabilität der Netzwerke gezeigt wurde, bleibt die Assoziation mit Glomeromycota bei den Blütenpflanzen bis zu der höchst entwickelten Gruppe der Asteridae (Körbchenblütler i. w. S.) erhalten (Abbildung 3.2.1). Nachweislich bilden 85 – 90 % der bisher untersuchten Arten der Blütenpflanzen Mykorrhizen mit Glomeromycota. Insgesamt in 33 Familien der Blütenpflanzen findet aber ein Übergang zu Agaricomycetes und Ascomycetes als Mykorrhizapartner statt, wobei ganze Familien, einzelne Gattungen und nur selten einzelne Arten wechseln (Wang & Qiu 2006; Brundrett 2009). Die Wechsel zu den neuen Pilzgruppen sind auch bei den Angiospermen als Synapomorphien zu werten, das heißt, die Entstehung der neuen Pflanzengruppen ist eng mit diesem Übergang verbunden (Abb. 3.2.1). Ein typisches Beispiel ist die Familie Orchidaceae unter den Monocotyledonae, die mit Basidiomycota assoziiert (Abbildung 6.4.1). Als einzige Ausnahme unter den Grasartigen ist noch das alpine Schuppenried (Kobresia spp., Cyperaceae) mit Basidiomycota und Ascomycota, darunter Cenococcum geophilum und Hymenoscyphus assoziiert (Massicotte et al. 1998; Gao & Yang 2010). Alle anderen Grasartigen und sonstigen Gruppen der Einkeimblättrigen bilden Mykorrhizen mit Glomeromycota (Abbildung 6.4.1; System nach Wikström et al. 2001).

Abb. 6.4.1 Einkeimblättrige mit Glomeromycota und Übergang der Orchideen zu Basidiomycota

Der Übergang der Orchideen zu Sebacinales B/Serendipita, Tulasnella und Ceratobasidium Arten ist mit weitgehenden Veränderungen eng verknüpft, insbesondere mit der Bildung staubfeiner Samen (0.3 bis 24 µg Trockenmasse), die kein Nährgewebe haben, aber auch einer eigenen zellulären Interaktion (siehe Kapitel Die Strukturen der Mykorrhizen) sowie der Möglichkeit epiphytisch zu leben. Der chlorophyllfreie Keimling (Protocorm) ist auf die Zufuhr von Kohlenstoff, Stickstoff und Phosphat durch Mykorrhizapilze angewiesen. Wie bereits dargestellt, können die genannten Pilzgruppen durch Zersetzung von Humus oder verrottendem Holz Nährstoffe gewinnen und das Protocorm versorgen bis die Pflanzen ergrünen. Die Mykorrhizapilze bilden dann typische Orchideenmykorrhizen mit den Wurzeln der Pflanzen. So bleibt das Pilz-Potential erhalten und die im näheren Umfeld keimenden Samen gefördert (Waud et al. 2016).

Diese drei Gruppen der Mykorrhizapilze sind in allen Unterfamilien der Orchidaceae zu finden, sowohl bei terrestrischen wie bei den zahlreichen epiphytischen Arten (Abbildung 6.4.1) (Freudenstein et al. 2004; Martos et al. 2012; Kottke & Kovács 2013). Bei der Unterfamilie Epidendroideae Im tropischen Bergregenwald der Anden treten zusätzlich Atractiellomycetes als häufige Mykorrhizapartner auf (Kottke et al. 2010). Die genannten Mykorrhizapilze sind auf grüne, Photosynthese betreibende Individuen der Orchideen beschränkt, mit denen sie unspezifisch bimodale Netzwerke bilden (Jacquemyn et al. 2011; Kottke et al. 2013). Die weit verbreiteten Supergeneralisten unter diesen Mykorrhizapilze tragen zur Erhaltung der Vielfalt endemischer Orchideenarten bei (Suárez et al. 2016).

Quantitative Untersuchungen zeigten aber auch bei grünen Orchideen Präferenzen für bestimmte Mykorrhizapilze. Waterman et al. 2011, verglichen die Mykorrhizapilze einer Gruppe südafrikanischer Orchideen (Subtribus Coryniinae) über viele Standorte in Südafrika und fanden signifikante Präferenzen zwischen einzelnen Orchideengattungen und Mykorrhizapilz-Gruppen. Die spezifischen Bindungen waren standortsunabhängig, wobei gemeinsam vorkommende Orchideenarten häufig mit unterschiedlichen Mykorrhizapilzen assoziierten. Ähnliche Präferenzen wurden auch für die Gattungen Chilogottis, Goodyera und Listera (= Neottia) beschrieben (Roche et al. 2010; Shefferson et al. 2010). Těšitelová et al. 2013, fanden tetraploide Individuen von Gymnadenia conopsea mit anderen Tulasnella Arten (Genotypen) assoziiert als die am gleichen Standort vorkommenden diploiden Individuen.

Die Untersuchungen zeigen aber auch, dass sich Unterschiede in der Bevorzugung bestimmter Pilzpartner verwischen, wenn man ein größeres Areal betrachtet und dann der Einfluss der Umgebung schwer vom Einfluss der Arten zu trennen ist (McCormick & Jacquemyn 2014). Es kommt zu einer "Musterbildung", wenn durch ökologische Bedingungen, wie lange Trockenzeiten oder Frostperioden die Vielfalt eingeschränkt wird. In den immerfeuchten Tropen sind solche Spezialisierungen weniger zu erwarten. Ein spezifische Bindung zwischen zwei Arten kann letztlich nur durch entsprechende Erkennungsmechanismen belegt werden.

In einem weiteren Entwicklungsschritt verloren zahlreiche Orchideenarten (etwa 220) die Fähigkeit Chlorophyll zu bilden. Sie ernähren sich auch als adulte Pflanzen mykoheterotroph, indem sie mit Ektomykorrhizapilzen assoziieren und Kohlenstoff über die Ektomykorrhizen von den Bäumen beziehen. Das ist natürlich nur möglich, wenn sie in der Nähe ektomykorrhizierter Bäume wachsen. Daher fehlt dieser Übergang bei den tropisch-asiatischen Apostasioideae und ist für die Vanilloideae bisher nur von Erythorchis bekannt, die an Eucalyptus gebunden ist (Yukawa et al. 2009; Kottke & Kovács 2013). Die mykoheterotrophen Orchideen sind meist auf wenige Pilzpartner beschränkt, z. T. hoch spezialisiert, die mehrheitlich zu den Sebacinaceae (Sebacinales A), Thelephoraceae und Russulaceae gehören (siehe Abschnitt 6.6.5, Mykoheterotrophe Pflanzen).

Wie Messungen der 13C-Werte zeigen, und molekulare Nachweise der Mykorrhizapilzen bestätigen, sind auch zahlreiche grüne Orchideen in unseren Wäldern mit Ektomykorrhizen der Bäume verbunden und beziehen zusätzlich Kohlenstoff von dort. Diese Art der Ernährung wird als Mixotrophie oder partielle Mykoheterotrophie bezeichnet. Der Übergang erlaubt es den Orchideen, als Unterwuchs in dunklen Wäldern zu überleben, wie der Frauenschuh (Cypripedium calceolus), Waldvöglein Arten (Cephalanthera spp.) oder Stendelwurz (Epipactis spp.). In den asiatischen Tropen ohne Ektomykorrhizapilze gibt es nur wenige heterotrophe Orchideen und diese assoziieren mit saprophytischen Pilzen, wie Resinicium, Mycena und Psathyrella.

Abb. 6.4.2 System der Rosidae

Mehrfache und entwicklungsgeschichtlich wie ökologisch bedeutsame Übergänge von Glomeromycota zu Agaricomycetes und Pezizomycetes fanden innerhalb der Rosidae (Rosenartige) statt (Abbildung 6.4.2). Der Übergang erfolgte aber nur an ausdauernden, holzigen Pflanzen, also Bäumen, Sträuchern und Zwergsträuchern, die unter den Rosidae besonders zahlreich sind (Wang et mult. 2009). Die bevorzugten Standorte dieser ektomykorrhizierten Pflanzen liegen im Jahreszeiten-Klima mit Winterkälte oder Sommertrockenheit. Die Bäume bilden große, zusammenhängende Bestände, in denen oft eine Art „monodominant“ ist, d. h. >50% der Individuen stellt. Das trifft auch zu, wenn die ektomykorrhizierten Bäume in Wäldern vorkommen, die überwiegend aus arbuskulär mykorrhizierten Arten bestehen (McGuire 2007; Corrales et al. 2016). Die ektomykorrhizierten Arten bilden dann inselartige Gruppen von sehr produktiven Bäumen. Die Monodominanz der ektomykorrhizierten Bäume wird auf eine effektivere Stickstoffmobilisierung und Aufnahme zurückgeführt (Lindahl & Tunlid 2015; Corrales et al. 2016). Auf Vancouver Island wurde auch ein Mangel an Glomeromycota im monodominanten Hemlocktannen-Bestand (Tsuga heterophylla) gefunden, der das Aufkommen der Rotceder (Thuja plicata) verhinderte (Weber et al. 2005).

Die Rosidae bestehen aus zwei großen Schwestergruppen, die als Malvidae (Malvenartige i. w. S.) und Fabidae („Bohnenartige“) zusammengefaßt werden (siehe Tree of Life Web Project 2009). Die Malvidae enthalten als mit Agaricomycetes und Pezizomycetes mykorrhizierten Gruppen die überwiegend südhemisphärischen, artenreichen Drehfruchtbäume (Dipterocarpaceae), die verwandten, mediterranen Cistrosengewächse (Cistaceae) sowie die Gattung Eucalyptus und andere Myrtengewächse (Myrtaceae: Leptospermum und Melaleuca), (Wang & Qiu 2006). Graffenrieda spp. werden als bisher einzige Melastomataceae von Glomeromycota und zusätzlich von Rhizoscyphus und Tulasnella mykorrhiziert (Haug et al. 2004).

Nach molekularen Datierungen sind die Dipterocarpaceae als eine alte (mindestens 135 MJ), heute pantropische Gruppe anzusehen, die wohl als erste der heute noch lebenden Blütenpflanzen den Wechsel der Mykorrhizapartner vollzog (Ducousso et al. 2004; Moyersoen 2006). Heute bilden Dipterocarpaceae Wälder mit den Unterfamilien Dipterocarpoideae in Südostasien, Pakaraimoideae in Guayna/Südamerika, Monotoideae in Afrika, Madaskar und Südamerika und den Sarcolaenaceae auf Madagaskar (Högberg & Piearce 1986). Ihre gemeinsame Herkunft liegt in Afrika auf dem damals noch bestehenden Großkontinent Pangea. Durch die Abtrennung und Verschiebung einzelner Teile des Großkontinents gelangten sie in ihre heutigen Gebiete (Ducousso et al. 2004; Moyersoen 2006).

Mit den Dipterocarpaceae nah verwandt sind die Cistrosengewächse (Cistaceae), zu denen bei uns das Sonnenröschen (Helianthemum) als ektomykorrhizierte Gattung gehört (Dexheimer et al. 1985). Cistrosen bilden den strauchförmigen Unterwuchs in Wäldern am Mittelmeer und regenerieren nach Bränden rasch. Da sie mit einer Vielzahl von gemeinsamen Mykorrhizapilzen assoziieren, erhalten sie das Mykorrhiza-Potential für Eichen und Kiefern, darunter auch die Schwarze Trüffel (Tuber melanosporum) (Fontana & Giovanetti 1979; Dickie et al. 2004).

In den Fabidae gingen die Weiden und Pappeln (Salicaceae) und die afrikanischen Phyllanthaceae (Uapaca) in der Ordnung Malpighiales zu Ektomykorrhizapilzen über. Innerhalb der Ordnung Fagales (Buchengewächse) sind es Rotbuche (Fagus), Hainbuche (Carpinus), Südbuche (Nothofagus), Birke, Erle und Haselnuß (Betulaceae) sowie die australischen Casuarinaceae. Unter den hierher gehörenden Walnussbäumen (Juglandaceae) ist unsere als Einzelbaum gepflanzte Juglans regia mit Glomeromycota, seltener auch mit Ektomykorrhiza bildenden Pilzen assoziiert, Oreomunnea mexicana bildet aber große Bestände in Panama und ist mit einer Vielzahl von Basidiomycota assoziiert (Harley & Harley 1987; Corrales et al. 2016).

Unter den Rosales ist bisher nur die Silberwurz (Dryas octopetala; Rosaceae) als ektomykorrhiziert bekannt. Sie bildet Mykorrhizen mit typisch alpinen Pilzarten, wie Hebeloma marginatulum und Hebeloma alpinum, aber auch mit einer großen Zahl von anderen Ektomykorrhizapilzen (Debaud et al. 1981; Harrington & Mitchell 2002). Es handelt sich um heute arktisch-alpine verbreitete Zwergsträucher, die während der Kaltzeiten des Pleistozän überlebten und vermutlich wesentlich zur Neubesiedelung mit ektomykorrhizierten Baumarten beigetragen haben (sog. Dryas-Flora; Robin et al. 2016), indem sie die Mykorrhizapilze verbreiteten, als sich das Eis zurückzog. Ähnliches könnte für das ökologisch ähnliche Schuppenried (Kobresia) und den Lebendgebärenden Knöterich (Polygonum viviparum) gelten.

Die Fabales sind überwiegend mit Glomeromycota assoziiert, nur in der Familie Fabaceae (Schmetterlingsblütler) gingen wenige Gattungen (Aldinia, Dicymbe, Afzelia, Berlinia, Gilbertiodendron u. a.) zu den neuen Partnern über (Henkel et al. 2002, Henkel et al. 2005; Diédhiou et al. 2010). Diese Bäume bilden in Westafrika und dem Guyana Hochland von Südamerika dominante Bestände aus großen Individuen zwischen anderen, arbuskulär mykorrhizierten Baumarten. Sie haben auf den beiden, heute getrennten Kontinenten zahlreiche gemeinsame Mykorrhizapilze, zumindest auf Gattungsebene, was auch hier auf einen Ursprung vor der Trennung der Kontinente verweist (Thoen & Ba 1989;Kottke & Kovács 2013).

Einige Baumgattungen (Pappel, Weide, Erle, Eucalyptus, Casuarina, Dicymbe, Graffenrieda) bilden sowohl mit Glomeromycota als auch mit Agaricomycetes und Ascomycota Mykorrhizen, z. T. an der gleichen Wurzel, z. T. in Abhängigkeit vom Alter oder den Bodenfeuchtebedingungen (Chilvers et al. 1987; Haug et al. 2004; Becerra et al. 2005; McGuire et al. 2008). Diese Beispiele veranschaulichen den anscheinend relativ einfachen Übergang von den Glomeromycota zu den Agaricomycetes.

Die ektomykorrhizierten Rosidae sind i. d. R. mit einer großen Zahl von Agaricomycetes und Pezizomycetes unspezifisch assoziiert. Ein Sonderfall besteht bei der Erle (Alnus). Im Unterschied zu wohl allen anderen Ektomykorrhiza bildenden Baumarten ist diese Gattung reziprok-spezifisch mit vergleichsweise wenigen Agaricomycetes assoziiert (insbesondere Sebacina, Clavulina, Alnicola, Tomentella, Alpova Arten). Weltweit, außer Australien, wurden an 22 Erlen Arten 146 Mykorrhizapilze gefunden (Pölme et mult. 2013), die nur an Erlen binden. Synthesen bestätigten die spezifische Mykorrhizierung (Molina 1981). Viele Mykorrhizapilze der Erle sind weltweit verbreitet und an verschiedene Erlen gebunden. Auch hier ist das ein Hinweis auf eine gemeinsame Verbreitung, im Fall der Erlen erst in relativ junger Zeit (48 MJ) von der Nordhemisphäre ausgehend nach Süden (Kennedy et al. 2011). Es wurden aber auch zusätzliche, ökologische Einflüsse auf eine stärkere Spezialisierung beobachtet, wie an der an Hochlagen angepassten Untergattung Alnobetula (Roy et al. 2013). Die Gründe für eine solche reziproke Spezialisierung sind nicht bekannt.

Innerhalb der Nelkengewächse (Caryophyllidae) sind bisher drei Übergänge zu Agaricomycetes und Ascomycota bekannt, nämlich bei den Nyctaginaceae, den Polygonaceae und den Asteropeiaceae. In der neotropischen Familie Nyctaginaceae bilden Guapira und Neea Ektomykorrhizen, in der Familie Polygonaceae (Knöterichgewächse) die baumförmige Coccoloba uvifera und weitere Coccoloba Arten, Gymnopodium floribundum und die ausdauernden Staude Polygonum viviparum (Lebendgebärender Knöterich). Das isolierte Auftreten aller dieser Arten ist bemerkenswert. Neea und Guapira kommen verstreut in tropischen Bergregenwald von Südamerika vor, als ektomykorrhizierte Einzelbäume zwischen mehr als 250 umgebenden arbuskulär mykorrhizeirten Baumarten. Es sind nur wenige Mykorrhizapilze beteiligt (Thelephoraceae, Russulaceae, Inocybe; Haug et al. 2005; Tedersoo et al. 2010b). Vermutlich sind die Bäume zusammen mit den wenigen Mykorrhizapilze entlang der Flüsse aus dem östlichen Tiefland eingewandertMoyersoen 1993.

Coccoloba uvifera bildet monokulturartige Küstenwälder auf Kuba, den Bahamas, Florida, den Antillen und an der Ostküste von Brasilien und Guyana. Andere Coccoloba Arten findet man in Gruppen im Amazonastiefland von Ecuador. Gymnopodium floribundum ist mit Tremelloscypha (Sebacinaceae), Amanita, Cantharellus und Russula assoziiert und bildet laubabwerfende Bestände in Südmexiko (Bandala et al. 2011). Polygonum viviparum wächst in Magerrasen, Borstgrasweiden, oft mit Legföhren in alpinen Lagen und wird von Amanita, Russula, Inocybe und Cenococcum mykorrhiziert (Gardes & Dahlberg 1996; Massicotte et al. 1998). Die Asteropeiaceae sind eine in den östlichen Küstenwäldern Madagaskars endemisch lebende Familie laubabwerfender Bäume (einzige Gattung: Asteropeia), die außer Ektomykorrhizen auch noch arbuskuläre Mykorrhizen bilden (Ducousso M et mult. 2008).

Abb. 6.4.3

Innerhalb der großen Gruppe der Asteridae (Körbchenblütler und Verwandte) bilden die Ericales (Erikagewächse) eine eigene, monophyletische Gruppe (Kron & Luteyn 2005), in der nur einmal ein Wechsel von Glomeromycota zu Agaricomycetes und Ascomycota stattfand (Abb. 6.4.3). Dieser Wechsel führte aber zur Entstehung verschiedener Unterfamilien mit großer ökologischer Bedeutung. Die an der Basis der Ericales stehenden Clethraceae und Cyrillaceae mit den neotropischen Bäumen Clethra revoluta und Purdiaea nutans, sowie die auf Südostasien beschränkte, schon zu den Ericaceae gehörende Unterfamilie Enkianthoideae, sind noch mit Glomeromycota assoziiert (Abbildung 6.4.3; Kottke et al. 2004; Obase et al. 2013). Innerhalb der Familie Ericaceae führte der Wechsel zu Agaricomycetes und Ascomycota zunächst zur Entstehung der Gattung Arbutus (Erdbeerbaum). Diese hartlaubigen kleinen Bäume oder Sträucher sind noch heute im mediterranen Klima in Nordamerika und Europa rund um das Mittelmeer verbreitet und hatten ihren Ausgangspunkt zu Beginn des Tertiär in Nordamerika als Amerika und Europa noch einen Großkontinent bildeten (Hileman et al. 2001; Wikström et al. 2001). Sie übernahmen die Mykorrhizapilze von ektomykorrhizierten Bäumen und gaben diese an später entstandene Gattungen wie die heute arktisch-alpin verbreiteten Zwergsträucher Arctostaphylos (Bärentraube) und die bis Mittelamerika verbreitete Comarostaphylis weiter. Ebenso sind die von den Arbutoideae abgeleiteten, chlorophyllfreien, mykoheterotrophen Monotropoideae (Monotropa/Fichtenspargel) und die Schwestergruppe der krautigen Pyroloideae (Pyrola, Moneses/Wintergrün) mit Ektomykorrhizapilzen assoziiert (Abbildung 6.4.3).

Alle diese Arten leben als Unterwuchs in Wäldern mit Ektomykorrhizen und teilen mit den Bäumen ein breites Spektrum an Mykorrhizapilzen (Molina & Trappe 1982; Krpata et al. 2007; Selosse et al. 2007; Toftegaard et al. 2010; Kühdorf et al. 2015). Daher können Erdbeerbaum (Arbutus) und Bärentraube (Arctostaphylos) auch zur Mykorrhizierung von Baumsämlingen, wie der Zirbelkiefer in alpinen Hochlagen oder von Douglasie und Abies concolor nach Waldbränden dienen (Amarathus & Perry 1989; Krpata et al. 2007; Kennedy et al. 2012). Richard et al. 2005 fanden aber in Mischbeständen von Quercus ilex und Arbutus unedo nur eine geringe Zahl gemeinsamer Mykorrhizapilze. Arbutoideae bilden die arbutoide Mykorrhiza, eine Ektendomykorrhizen an Kurzwurzeln mit einer mehrschichtigen Rinde. Fichtenspargelgewächse bilden an vergleichbaren Wurzeln die besondere, monotropoide Mykorrhiza (siehe Kapitel Die Strukturen der Mykorrhizen).

Die darauf folgenden Unterfamilien, die hier als Heidekrautgewächse zusammengefasst werden, Ericoideae, Rhododendroideae, Styphelioideae (= Epacridaceae) und Vaccinioideae (Kron & Luteyn 2005), bilden sehr feine, meist lange Haarwurzeln mit nur einer Lage an Wurzelrindenzellen, die zugleich als Rhizodermis dient. Die australischen Stypheloideae haben zudem nur eine Zellreihe als Zentralzylinder. Die Rhizodermis wird intrazellulär durch Ascomycota aus der Gruppe der Leotiomycetidae, darunter ’’Rhizoscyphus ericae’’ aggr. und ’’Cadophora/Phialocephala finlandia’’, sowie von Sebacinales B/’’Serendipita’’ besiedelt (Peterson et al. 1980; Vrålstad et al. 2002; Allen et al. 2003; Setaro et al. 2006a; Selosse et al. 2007; Walker et al. 2011). Die Mykorrhizastruktur wird als ericoide Mykorrhiza bezeichnet (siehe Kapitel "Die Strukturen der Mykorrhizen").

Während die genannten Leotiomycetidae auch Ektomykorrhizen an Fichte oder Kiefer bilden (Vrålstad 2004), sind Serendipitaceae/Sebacinales B auch Mykorrhizapilze von Orchideen, wie zuvor beschrieben. Bemerkenswerter Weise handelt es sich aber um andere Genotypen (Setaro et al. 2013). Weitere Mykorrhizapilze sind Korallenpilze (Clavariaceae; Agaricales), für die von Engelander & Hull 1980 bereits ein reziproker Transfer von 14C und 32P zwischen Rhododendron und darunter wachsenden Fruchtkörpern von Clavaria sp. gezeigt wurde. Neue Untersuchungen mit stabilen Isotopen bestätigen die biotrophe Ernährung zahlreicher Clavariaceae (Birkebak et al. 2013). Vohnik et al. 2012 fanden in Vaccinium Arten Norwegens Mykorrhizapilze mit Doliporen mit perforierten Parenthesomen, deren Verwandtschaft noch ungeklärt ist (evtl. Trechisporales).

Sowohl Kulturen als auch die bisher verwendeten Primer waren bisher nicht ausreichend erfolgreich, alle Mykorrhizapilze der terrestrischen Heidekrautgewächse zu klären. Heidekrautgewächse besiedeln häufig offene, sandige, nährstoffarme Standorte mit Rohhumusauflagen oder Torf auf feuchteren Flächen. Auch sehr saure oder mit Schwermetallen belastete Standorte werden nicht gemieden. Experimente zeigten, dass ihre Mykorrhizapilze zur Resistenz und Mobilisierung von Nährstoffen auf solchen Standorten einen wesentlichen Beitrag leisten (Read & Perez-Moreno 2003; siehe auch Kapitel "Die Mykorrhizapilze").

Abweichend von den terrestrischen Ericaceae leben die Andinen Vaccinieae als Epiphyten oder Hemiepiphyten im tropischen Bergregenwald von Mittel- und Südamerika. Als Hemiepiphyten bilden sie lange Senker, um im Boden zu wurzeln. Diese Andine Gruppe ist vorherrschend mit Sebacinales Gruppe B/’’Serendipita’’ spp. assoziiert, die mit den haarfeinen Kurzwurzeln eine besondere Ektendomykorrhiza bilden, die cavendishioide Mykorrhiza (Setaro et al. 2006b). Dieser Mykorrhizatyp mit intrazellulären Hyphen in der einschichtigen Rinde (Rhizodermis), Hyphenmantel und Hartig Netz leitet sich phylogenetisch von der ericoiden Mykorrhiza ab. Rhizoscyphus Verwandte sind ebenfalls Mykorrhizapilze der Andinen Ericaeae, aber bisher nicht ausreichend untersucht. Eigene TEM Aufnahmen zeigten auch perforierte Parenthesome, d. h. auch weitere Basidiomycota sind zu erwarten.

Mit Ausnahme der Styphelloideae, die auf Australien, Neuseeland, Indomalaysien und den Südzipfel von Südamerika beschränkt sind, haben alle anderen Ericaceae ihren Schwerpunkt auf der Nordhalbkugel. Ericoideae und Vaccinoideae haben sich von dort ausgehend auf die Südhemisphere unter Mitnahme ihrer wenigen Mykorrhizapilze ausgebreitet. Von den Anden aus wanderten Arten der Andinen Gruppe samt ihrer Mykorrhizapilzen nach Mittelamerika ein (Setaro & Kron 2012). Obwohl der größte Artenreichtum der Ericaceae in Südafrika, den Anden und den Südwestpazifischen Inseln liegt, ist hier nicht der Ursprung der Ericaceae, wie die neuen Forschungsergebnisse zeigen (Kron & Luteyn 2005).

Mykoheterotrophe Pflanzen[Bearbeiten]

Abb. 6.5.1

Chlorophyllfreie Pflanzen beziehen den notwendigen Kohlenstoff entweder direkt aus grünen Pflanzen, wie die Sommerwurzen (Orobanche, Striga), viel häufiger aber über deren Mykorrhizapilze, mit denen sie selbst Mykorrhizen bilden. Von asiatischen Orchideen ist auch eine Verbindung mit saproben Pilzen bekannt. Die Ernährungsweise dieser chlorophyllfreien Pflanzen wird als mykoheterotroph bezeichnet (Leake 1990). Mykoheterotrophe Pflanzen sind mehrfach, unabhängig, in zahlreichen Familien entstanden (Abbildung 6.5.1). Über 400 Arten aus 87 Familien sind bekannt, weitere werden vermutet (Mercks & Freudenstein 2010; Merckx 2013). Unter den Nadelgehölzen und den Magnoliidae finden sich aber keine Mykoheterotrophen. Mykoheterotrophe nutzen sowohl Glomeromycota als auch Basidiomycota als Kohlenstoffquellen. Bezüglich der Mykorrhizapilze kommt es häufig zu einer engen Spezialisierung (Hynson & Bruns 2010; Kennedy et al. 2011).

Chlorophyllfreie Pflanzen zeichnen sich morphologisch durch zahlreiche konvergente (gleichgerichtete) Entwicklungen aus, wie eine geringe Größe, die Verkleinerung oder den Verlust der Blätter, kurze, verdickte und stark verzweigte, oder extrem feine, lange, unverzweigte Wurzeln sowie staubfeine Samen (Leake 1990; Merckx 2013). Die Pflanzen haben die genetische Basis zur Photosynthese und die erforderlichen Pigmente verloren (Barrett & Freudenstein 2008). Bei Orchideen, Wintergrün und Fichtenspargel enthalten die Samen einen aus wenigen Zellen bestehenden Embryo und wenige Zellen mit geringen Mengen an Kohlenstoff in Form von Lipiden und Proteinen, die nicht ausreichen, um den keimenden Embryo zu ernähren. Daher sind bereits die Keimlinge auf die Versorgung durch Mykorrhizapilze angewiesen (Burgeff 1936; Hashimoto et mult. 2012). Die vollständige Abhängigkeit in der Kohlenstoffversorgung von Bäumen erlaubte den Mykoheterotrophen zwar die Besiedelung dunkler Wälder, die Menge an geliefertem Kohlenstoff ist aber dennoch begrenzt. Darus erklären sich die genannten, morphologischen Eigenheiten.

Unter den Lebermoosen ist nur Aneura (= Cryptothallus) mirabilis als chlorophyllfreie Verwandte von Aneura pinguis bekannt. Die Mykorrhizapilze sind ausschließlich Tulasnella Arten, die mit den umgebenden Bäumen Ektomykorrhizen bilden. Aneura mirabilis lebt unter Moosen und Laub an feuchten Standorten von Birke, Kiefer, Weide und Eiche (England, Grönland, Skandiavien). Die mykoheterotrophe Lebensweise wurde experimentell bestätigt (Bidartondo et al. 2003). Die unterirdisch lebenden Gametophyten von Bärlappen, Psilotaceae und Ophioglossaceae sind mit wenigen Glomerales assoziiert und können vermutlich Kohlenstoff von den Mutterpflanzen beziehen, da diese die gleichen Mykorrhizapilze haben (Leake et al. 2008).

Unter den Einkeimblättrigen (Monocotyle) gibt es bemerkenswert viele mykoheterotrophe Familien. Außer den Orchideen sind alle bisher untersuchten chlorophyllfreien Arten, wie ihre grünen Verwandten, mit Glomeromycota assoziiert, so Arachnitis uniflora (Corsiaceae), Sciaphila (Triuridaceae), Afrothismia und Dictyostega (Burmanniaceae) und Petrosavia (Petrosaviaceae). Die bisher nachgewiesenen Mykorrhizapilze gehören fast ausschließlich in die Gruppe der Glomerales und dort nur zu jeweils wenigen Arten (Bidartondo et al. 2002; Merckx et al. 2010). Diese arbuskulär mykorrhizierten Pflanzen kommen in Wäldern der asiatischen und südamerikanischen Tropen als sehr kleine Individuen im Unterwuchs vor. Ähnliches gilt für die chlorophyllfreien Kreuzblumengewächsen Salomonia spp. (Polygalaceae, Rosidae) und die Enziangewächse Voyria, Voyriella (Gentianaceae, Asteridae) (Abbildungen 6.5.1, 6.5.2 und 6.5.3).

Abb. 6.5.2 Mykoheterotrophe, etwa 5 cm hohe Voyria sp. (Gentianaceae) im tropischen Regenwald
Abb. 6.5.3 Dictyostega orobanchoides (Burmanniacae) im tropischen Bergregenwald


Abb. 6.5.4

Alle Orchideen sind im Keimungsstadium mykoheterotroph und werden von Basidiomycota mykorrhiziert. Außer bei der ursprünglichsten, rein asiatischen Orchideengruppe Apostasioideae finden sich aber in allen Unterfamilien der Orchideen Arten, die zur vollständigen Mykoheterotrophie übergegangen sind, d. h. auch im adulten Stadium chlorphyllfrei bleiben, insgesamt etwa 200 Arten (Molvray et al. 2000). Es handelt sich mehrheitlich um Arten in Wäldern (Abbildung 6.5.4) und die Orchideen werden von Mykorrhizapilzen mit Kohlenstoff versorgt, die gleichzeitig Ektomykorrhizen mit den Bäumen bilden. Die Messung der natürlichen 13C-, 15N- und 2H-Gehalte der mykorrhizierten Pflanzen im Vergleich zu ihrer Umgebung (Begleitpflanzen, Pilze) erlaubt, die Herkunft des Kohlenstoffs zu ermitteln und hat bezüglich der grünen Verwandten der mykoheterotrophen Orchideen zu neuen Erkenntnissen geführt (Trudell et al. 2003). So erhält auch die grüne Cephalanthera damasonium (Weißes Waldvöglein) 85 % ihres Kohlenstoff-Bedarfs über Ektomykorrhizapilze und nur 15 % aus eigener Photosynthese. Dabei dient Licht als Regulator der Kohlenstoffquelle: je schattiger der Wald desto mehr Kohlenstoff wird über die Mykorrhizapilze bezogen (Preiss et al. 2010). Diese Art der Kohlenstoffernährung wird als Mixotrophie oder partielle Mykoheterotrophie bezeichnet. Nach vorliegenden Ergebnissen können wir davon ausgehen, dass alle grünen in unseren Wäldern wachsenden Orchideen mixotroph sind und sowohl über Ektomykorrhiza-Pilze als auch über Tulasnella, Ceratobasidium oder Serendipita Kohlenstoff beziehen können (Gebauer et al. 2016). Ähnliches gilt für tropische, terrestrische Orchideen (Hynson 2016).

Zu dieser zweifachen Interaktion mit Bäumen und Orchideen sind aber offensichtlich nur wenige Mykorrhizapilze fähig (Abbildung 6.5.4; Übersicht in Kottke & Kovács 2013; Těšitelová et al. 2015). Rhizanthella gardneri, eine in Westaustralien endemische Orchidee, lebt vollständig unterirdisch und wird von Termiten bestäubt. Ihre Stammknolle wird von einer Ceratobasidium Art mykorrhiziert, die gleichzeitig Ektomykorrhizen mit Melaleuca uncinata (Myrtaceae) bildet (Bougoure et al. 2009). Experimente mit Fütterung von 13CO2 an Melaleuca und [13C-15N]glycine an das Pilzmyzel zeigten die Aufnahme von C und N in die Orchidee (Bougoure et al. 2010). Eine vergleichende Untersuchung der Mykorrhizapilze aller neun Arten der amerikanischen Helmkorallenwurz (Hexalectris spp.) zeigte ein Beschränkung auf Sebacina, Thelephoraceae und Russulaceae mit artspezifischen Bindungen (Kennedy et al. 2011). Innerhalb der sehr artenreichen Gruppe Sebacina war nur eine einzige Untergruppe (vorläufig als HSF clade benannt) an der Mykorrhizierung von H. spicata beteiligt mit teilweise art-spezifischen "Unterarten".

In asiatischen Tropenwäldern und Südafrika, wo ektomykorrhizierte Bäume fehlen, werden mykoheterotrophe Orchideen von wenigen saproben Agaricomycetes mykorrhiziert (Selosse et al. 2010). Bemerkenswert ist das Fehlen von mykoheterotrophen Orchideen in Südamerika. Die Spezialisierungen sind bemerkenswert und auf physiologischer und genetischer Basis ungeklärt.

Abb. 6.5.5 Fichtenspargel im Buchenwald, Schwäbische Alb

Alle Fichtenspargelgewächse (Monotropoideae, Ericaceae) sind chlorophyllfrei. Sie haben ihren Verbreitungsschwerpunkt in den Nadelwäldern des westlichen Nordamerika, einige Arten kommen aber auch in Europa und Ostasien vor (Leake 1990). Ihre kurzen, stark verzweigten Wurzeln sind eng mit den Ektomykorrhizen benachbarter Bäume verzahnt, von denen sie über gemeinsame Mykorrhizapilze Kohlenstoff und andere Nährelemente beziehen. Dieser Epiparasitismus wurde bereits von Björkman 1960 nachgewiesen. Auch hier kommt es zu Spezialisierungen bezüglich der geeigneten Mykorrhizapilze (Bidartondo 2005). Monotropa hypopitys, die auch in unseren Wäldern vorkommt (Abbildung 6.5.5), benötigt Tricholoma Arten zur Keimung. Pterospora andromedea wird nur durch Rhizopogon Arten der Untergruppe Amylopogon stimuliert, Sarcodes sanguinea nur von Rhizopogon ellenae, mit denen sie jeweils auch im Freiland gefunden werden. Monotropa uniflora ist ausschließlich mit Russulaceae, aber lokal unterschiedlichen Arten assoziiert (Yang & Pfister 2006).

In der Unterfamilie Pyroloideae (Wintergrün) kann man bei den adulten Pflanzen einen allmählichen Übergang von Autotrophie zu Mixotrophie und schließlich Mykoheterotrophie beobachten (Hynson et al. 2009b; Matsuda et al. 2012). Chimaphila und Moneses sind autotroph, Orthilia und die meisten Pyrola Arten mixotroph, nur Pyrola aphylla (Blattloses Wintergrün) ist zeitlebens chlorophyllfrei (Lallemand et al. 2016). Alle Pyroloideae haben winzige Samen und benötigen Mykorrhizapilze zur Keimlingsentwicklung. Während die adulten Pflanzen mit einem breiten Spektrum an Ektomykorrhiza-Pilzen unspezifisch assoziieren, dominiert Sebacina an Keimlingen (Hynson & Bruns 2009; Hynson et al. 2013). Bemerkenswerter Weise wurde in Keimlingen von Pyrola asarifolia nur Seredipita (Sebacinales B) gefunden (Hashimoto et mult. 2012).

Nicht mykorrhizierte Pflanzen[Bearbeiten]

Pflanzen, die ohne Mykorrhiza auskommen, finden sich verstreut über das System der Pflanzen nur in Gruppen, die normaler Weise mit Glomeromycota assoziiert sind. Es sind keine nicht mykorrhizierten Arten in der Verwandtschaft von ektomykorrhizierten oder ericoid mykorrhizierten Pflanzen bekannt. Es handelt sich also nicht um Standort bestimmte Zufälle sondern um genetisch bedingte Dispositionen, die durch den Verlust von vielen Symbiose spezifischen Genen verursacht wurden, wie Delaux et al. 2014 am Beispiel der Brassicales zeigten. Diese Ordnung enthält besonders viele nicht mykorrhizierte Pflanzen. Der Verlust der für die Mykorrhiza spezifischen Gene erfolgte nur einmal und wurde in allen später entstanden Familien der Brassicales beibehalten. Alle auf die Moringaceae/Caricaceae, die noch AM bilden, folgenden Familien Limnanthaceae, Resedaceae, Cleomaceae und Brassicaceae (Kreuzblütler) können keine Mykorrhizen mehr bilden. Zahlreiche weitere nicht mykorrhizierte Arten finden sich unter den Gänsefußgewächsen (Chenopodiaceae), Nelkengewächsen (Caryophyllaceae), Knöterichgewächsen (Polygonaceae) und Amaranthgewächsen (Amaranthaceae) (Harley & Harley 1987). Delaux et al. 2014 fanden auch hier den Verlust Symbiose spezifischer Gene in den nicht mykorrhizierten Arten dieser Familien. Auch der Insekten fangende Wasserschlauch Utricularia (Lentibulariaceae, Lamiales) sowie die auf grünen Pflanzen parasitierenden Teufelszwirn (Cuscuta, Convolvulaceae, Solanales) und Sommerwurzen (Striga und Orobanche Orobanchaceae, Lamiales) haben diese Gene verloren. Lupinen, die noch Knöllchen mit Rhizobien bilden, haben nur die Gene verloren, die für die arbuskuläre Mykorrhiza spezifisch sind, nicht aber die für beide Symbiosen kodierenden Gene. Insgesamt erfolgte der Verlust der Symbiose spezifischen Gene in den Blütenpflanzen unabhängig mindestens fünf mal. Für weitere Pflanzengruppen, die ohne Mykorrhiza leben, steht der Nachweis der Gen-Verluste noch aus.

So leben, wie schon erwähnt, Laubmoose (Bryopsida) sämtlich ohne Mykorrhiza. Sie haben keine Gewebe, die sich für eine symbiotische Assoziation eignen, nämlich keine Wurzeln oder Rhizome sondern aufrechte Stämmchen und einschichtige Blättchen. Zwei Gruppen epiphytischer Lebermoose (Metzgeriaceae und Porellales) leben ebenfalls ohne Mykorrhizapilze. Der molekulare Nachweis für den Verlust der Symbiose-Gene fehlt noch. In der Gruppe der Lycophytina sind die Sporophyten der Bärlappe und Moosfarne selten, die der Brachsenkräuter nicht mykorrhiziert (Boullard 1979). Nur die heterotrophen Gametophyten der Bärlappe sind mit Glomeromycota assoziiert. Dieser Seitenast in der Evolution der Pflanzen hat sich schon im Silur von dem zu den Samenpflanzen führenden Ast der Euphyllophytina abgespalten. Man kann daher spekulieren, dass die baumförmigen Lepidodendren eventuell ohne Mykorrhiza auskamen. Auch Schachtelhalme sind nicht mykorrhiziert, wobei unter einer Mykorrhiza verstanden wird, dass auch Arbuskel gebildet werden. Auch Rhizome und Wurzeln epiphytischer Farne sind häufig nicht mykorrhiziert, so alle Tüpfelfarne (Polypodiaceae), Streifenfarne (Aspleniaceae) und die tropischen Vittariaceae. Unter den Nadelbäumen (Gymnospermae) gibt es dagegen keine nicht mykorrhizierten Arten. Unter den Laubbäumen sind die Proteaceae die einzigen ohne Mykorrhizen. Unter den Blütenpflanzen sind aber, wie oben erwähnt, zahlreiche Gruppen nicht mykorrhiziert (Wang & Qiu 2006). Dazu gehören auch die meisten epiphytisch lebenden Arten (Maffia et al. 1993). Der Mangel an Glomeromycota Sporen in diesen Habitaten schließt davon abhängige Pflanzen aus und bedeutet Vorteile für die nicht mykorrhizierten Arten. Auch fleischfressende, Karnivore Pflanzen werden nicht mykorrhiziert.

Unter die nicht mykorrhizierten Pflanzen fallen viele unserer Nutzpflanzen, wie Steckrüben, Raps, Kohlarten, Senf, Zuckerrübe, Rote Beete, Buchweizen, Quinoa und Amaranth. Wie unschwer zu erkennen, handelt es sich um einjährige Pflanzen mit hohem Nährstoffbedarf und einer Vielzahl von kleinen, schnell keimenden Samen. Durch die häufige Bodenbearbeitung werden die Myzelien zerstört, sodass nicht mykorrhizierte Arten hier Vorteile haben. Als natürliche Standorte werden offene Brachen, Küsten und Flussufer mit hohen Stickstoffwerten, häufiger Störung und geringer Konkurrenz bevorzugt von nicht mykorrhizierten Pflanzen besiedelt. So sind entlang der großen Flüsse Mitteleuropas unter den "Fluss-Korridor Pflanzen" überdurchschnittlich viele nicht mykorrhizierte Arten zu finden (Nobis et al. 2015). Auch Standorte, an denen Mykorrhizapilze fehlen, wie Rückzugsgebiete von Gletschern, junge vulkanische Aufschüttungen oder Stämme und Äste von Bäumen werden als erstes von nicht mykorrhizierten Arten besiedelt (Kottke 2002; Kovács & Szigetvári 2002). Teilweise handelt es sich dabei um Arten, die Mykorrhizen bilden können, aber auch ohne Mykorrhiza leben, solange sie keine Konkurrenz bekommen und die Nährstoffe leicht zugänglich sind (sog. fakultativ mykorrhizierte Arten; Allen et al. 1992). In artenreichen Wiesen sind nicht mykorrhizierte Pflanzen nicht konkurrenzfähig. Francis & Read 1995 fanden sogar eine das Wachstums hemmende Wirkung von Glomeromycota auf nicht mykorrhizierte Arten. Im Gegensatz dazu können einzelne nicht mykorrhizierte Arten invasiv werden, wie die Knoblauchsrauke (Alliaria petiolata, Brassicaceae), indem ihre Wurzelexudate (Senfölglycoside) die Sporenkeimung von Glomeromycota hemmen und die Mykorrhizierung und das Wachstum von Baumsämlingen verhindern (Stinson et al. 2006). Pflanzen auf nassen Standorten, wie Sauergräser (Cyperaceae, Juncaceae) oder ganz im Wasser lebende Arten sind ebenfalls nicht mykorrhiziert. Cyperaceae auf trockenen Standorten können aber Mykorrhizen bilden.

Andere Strategien haben die Proteaceae und Fleischfressenden/Karnivoren Pflanzen entwickelt, die alle auf extrem nährstoffarmen Standorten vorkommen und ausdauernd sind. Proteaceae haben extrem stark verzweigte und mit dichten Wurzelhaaren besetzte Saugwurzeln, sog. proteoide Wurzeln, die in den armen Böden Australiens und Südafrikas die Nährstoffaufnahme durch besondere enzymatische Fähigkeiten gewährleisten (Marschner 1995). Die zahlreichen Karnivoren Pflanzen in unterschiedlichen Pflanzenfamilien, leben meist auf offenen, moorigen bis nassen Standorten und fanden neue Quellen, um ihren Stickstoff-, Phosphat- und Eisenbedarf zu decken, indem sie Insekten fangen und verdauen (Barthlott et al. 2004). Hierzu gehören Fettkraut (Pinguicula), Sonnentau (Drosera), Venusfliegenfalle (Dionaea), Wasserschlauch (Utricularia), Sarracenia, Cephalothus und Nepenthes.

Fossile Belege und erdgeschichtliche Verbreitung[Bearbeiten]

Fossilien unterstützen die Hypothese einer Entstehung der Mykorrhiza an den ältesten Landpflanzen im Ordoviz des Paläozoikums mit einer weltweiten Verbreitung bereits im Unter Devon (Willis & McElwain 2002; Fig. 3.25). Terrestrische Ablagerungen aus dem Ordoviz von Wisconsin (etwa 460 MJ) enthalten Sporen und Hyphen, die denen heutiger Glomeromycota sehr ähneln und daher als deren älteste Vorgänger angesehen werden (Redecker et al. 2000). Aus etwa der gleichen Zeit (475 MJ) stammen Sporen aus terrestrischen Sedimenten von Oman, die wegen ihrer Anordnung in Tetraden, dem Einschluss in Sporangien und der Feinstruktur der Sporenwand mit Sporopollenin als Schutzsubstanz vor UV-Strahlen und Austrocknung als Vorfahren der Lebermoose angesehen werden (Wellman et al. 2003). Derartige „Cryptosporen“ waren im Ordoviz/ Silur weltweit verbreitet (Kenrick et al. 2012).

Die fossilen Funde unterstützen die molekular-phylogenetischen Analysen, die Lebermoose als die ältesten Landpflanzen und Glomeromycota oder ihre Schwestergruppe Endogonales als die ältesten Mykorrhizapilze anzusehen (Qiu et al. 2006; Bidartondo et al. 2011). Man kann demnach postulieren, dass Lebermoose mit Hilfe der Mykorrhizapilze das Land erobert haben (Pirozynski & Malloch 1975). Das schließt nicht aus, dass zuvor schon Algen und Flechten als „Biokrusten“ an Ufern außerhalb des Wassers lebten.

Die ältesten Nachweise von Mykorrhizen sind aber wesentlich jünger und stammen aus dem Unter Devon (ca. 400 MJ). Es sind Fossilien von Aglaophyton major aus den verkieselten Schichten der Rhynie Cherts von Schottland. In den kriechenden Achsen (Rhizomen) dieses „Urfarns“ wurden Hyphen, Sporen und Arbuskel von Glomeromycota gefunden (Remy et al. 1994; Taylor et al. 2004). Wegen der Ähnlichkeit mit heutigen Glomeromycota wurde der Pilz Glomites rhyniensis benannt (Taylor et al. 1995). An der ebenfalls aus den Rhynie Cherts stammende Nothia aphylla wurde ein Eindringen der Myobionten über Rhizoide nachgewiesen, die an den kriechenden Achsen in großer Zahl gebildet wurden (Krings et al. 2007). Weitere aus dem Unter Devon stammende Landpflanzen (Horneophyton, Sporogonites exurberans) zeigen auffallende Ähnlichkeiten mit den heutigen Hornmoosen, so der Gametophyt von Horneophyton als lappiger Thallus mit Rhizoiden, aufrecht stehenden Sporophyten mit Spaltöffnungen und Leitzellen, Sporangien mit mehrschichtiger Wand und Columella. In den Geweben dieser Vertreter wurden ebenfalls Mykorrhizapilze nachgewiesen (Stewart & Rothwell 1993). Verkieselte Sporen aus diesen Schichten ähneln denen von Scutellospora und Acaulospora Verwandten (Dotzler et al. 2006; Dotzler et al. 2009).

Sehr gut erhaltene Arbuskel, Vesikel, Hyphen und Sporen stammen aus verkieselten Wurzeln von Antarcticycas aus der Trias der Antarktis (Stubblefield et al. 1987). Heutige Cycadeen haben ähnliche Wurzelsysteme und bilden arbuskuläre Mykorrhizen. Die Mykorrhizapilze wurden Glomites cycestris und Gigasporites myriamyces benannt und nehmen damit Bezug auf die heutigen Glomerales und Gigasporales (Phipps & Taylor 1996). Ein weiterer, gut erhaltener Fund zeigt AM in verkieselten Wurzeln von Metasequoia milleri aus dem Unteren Tertiär von British Columbia (USA), die den heutigen Strukturen gleichen (Stockey et al. 2001).

Die bisher einzigen fossilen Funde von Ektomykorrhizen stammen aus verkieselten Wurzeln der Kiefer aus dem Unteren Tertiär von British Columbia, Nordamerika (ca. 50 MJ; LePage et al. 1997). Die Entstehung der Ektomykorrhiza sollte aber mindestens 200 MJ zurückliegen, da aus dieser Zeit die bisher ältesten Funde von Kiefernzapfen stammen und die molekulare Datierung auf eine ähnliche Altersschätzung kommt (Delevoryas & Hope 1987; Won & Renner 2006).

Abb. 6.7.1 Lage der Kontinente im Paläozoikum und in der Kreide

Insgesamt ist die fossile Basis noch sehr beschränkt. Der Grund hierfür liegt an dem raschen Abbau von Wurzeln im Boden, insbesondere der Wurzelrinde, die die Mykorrhizapilze enthalten. Dennoch kann man einige allgemeine Schlüsse zum ersten Auftreten und zur Verbreitung der Mykorrhiza im Laufe der Erdgeschichte ziehen. Die Symbiose entstand zu einer Zeit als die Kontinente nahe beieinander lagen, den Südkontinent Gondwana und den Nordkontinent Euamerika oder Laurasia bildeten, so dass sich die ersten Mykothalli und später die ersten Gefäßpflanzen zusammen mit ihren Mykobionten weltweit ausbreiten konnten (Abbildung 6.7.1).

Im Unter Devon war der gesamte Großkontinent von frühen Gefäßpflanzen besiedelt, wie Fossilien belegen (Willis & McElwain 2002). Vom Karbon bis in die Jurazeit bestand der Großkontinent Pangea, auf dem nur die Blütenpflanzen zunächst noch fehlten. Der Ursprung der ersten Ektomykorrhiza bildenden Pflanzen, der Kieferngewächse (Pinaceae) wird auf 200 MJ datiert. Sie entstanden wahrscheinlich an der Nordseite des zentralen Gebirges des Großkontinents und blieben auf die Nordhalbkugel beschränkt, da sich der Nordkontinent in dieser Zeit vom Südkontinent trennte. Asien, Europa und Nordamerika blieben aber noch über die Beringstrasse verbunden, sodass sich die Kiefer (Pinus) mit ihren Symbionten verbreiten konnte, wodurch erklärt wird, warum heute noch die gleichen Röhrlinge (Suillus spp.) in Ostasien und im östlichen Nordamerika vorkommen (Wu et al. 2000).

Die Entstehung der Blütenpflanzen wird auf etwa 140 MJ datiert und hatte ihren Ursprung sehr wahrscheinlich in Afrika. Die Entstehung der vermutlich ältesten Blütenpflanzen mit Ektomykorrhizen, der Drehfruchtbäume (Dipterocarpaceae), muss erfolgt sein, bevor sich Madagaskar und Indien einerseits und Südamerika andererseits von Afrika trennten (zwischen 135 MJ und 90 MJ; Abbildung 6.7.1) (Ducousso et al. 2004; Moyersoen 2006). Anders ist das heutige Vorkommen der ektomykorrhizierten Dipterocarpaceae und der mit ihnen nah verwandten Cistaceae und ihrer gemeinsamen Mykobionten-Gruppen schwer zu erklären. Ihre gemeinsamen Vorfahren besiedelten den Gondwana-Kontinent, diversifizierten und verbreiteten sich mit dem Auseinanderdriften der Kontinente über Indien nach Südostasien und im östlichen Südamerika. Später erscheinende Bäume, wie die Caesalpiniaceae oder die Nothofagaceae auf den Südkontinenten konnten die Mykobionten übernehmen, bevor sich die Kontinente trennten. Nur so ist zu verstehen, dass die Mykorrhizapilze (Familien, Gattungen und z. T. auch Arten) heute weltweit verbreitet sind (siehe Liste in Kottke & Kovács 2013).

Erst in der Oberkreide trennten sich Nordamerika von Europa und Südamerika von Afrika vollständig. Die heutige Lage und Form der Kontinente mit den großen Gebirgszügen entstand erst im Tertiär. In diesen jüngeren Zeiten (Tertiär sowie Nacheiszeit) erfolgte die Ausbreitung über zeitweilige Landbrücken zwischen Nord- und Südamerika oder eisfreie Korridore wie die Burgundische Pforte oder den Karpatenbogen. Die heute viel diskutierte Fernverbreitung durch Wind kann für die Samen mancher Pflanzen gelten. Ihre Ansiedlung war aber nur erfolgreich, wenn die geeigneten Mykorrhizapilze bereits am neuen Standort durch Mykorrhizierung anderer Pflanzen vorhanden waren, wie die unspezifischen Glomeromycota. Für andere Mykobionten muss man zwingend annehmen, dass sie sich nur gemeinsam mit den Pflanzenpartnern ausbreiten konnten. Setaro & Kron 2012 zeigten das für Sebacinales B/Seredipita und Andine Ericaceae, die von Nordamerika zunächst nach Südamerika und von dort nach Mittelamerika einwanderten.


Die Strukturen[Bearbeiten]

Feinwurzelsysteme[Bearbeiten]

In diesem Kapitel wird die Morphologie und Anatomie der verschiedenen Mykorrhizatypen genauer beschrieben. Um das richtige Material zu sammeln und die mikroskopischen Bilder zu verstehen, ist es notwendig, sich zunächst mit der Struktur von Wurzeln vertraut zu machen. Diese Kenntnisse helfen auch bei der Auswahl der richtigen Entwicklungsstadien für physiologische und molekulare Analysen.

Pflanzenwurzeln zeigen, art- und gattungs-spezifisch, morphologische und anatomische Unterschiede, vergleichbar vielfältig wie die oberirdischen, vegetativen Teile. Lehrbücher zu Wurzeln enthalten meist nur Angaben zu den Stark- und Grobwurzeln. Für das Verständnis der Mykorrhizatypen sind aber Kenntnisse der Struktur von Fein- und Feinstwurzeln notwendig. Mykorrhizierung erfolgt nämlich nur an den feinen Seitenwurzeln, meist letzter Ordnung, den sog. Saugwurzeln mit einem Durchmesser von meist weniger als 2 mm. Sie sind die Nährstoffe aufnehmenden Teile der Wurzelsysteme. Morphologie und Anatomie der Fein- und Feinstwurzeln sind erst für wenige Pflanzen gut dokumentiert (Noelle 1910; Clowes 1951; Wilcox 1954; Kottke et al. 1986; Kottke & Oberwinkler 1990; Meyer & Peterson 2013). Grundlegende Elemente in der Struktur von Feinwurzelsystemen und der Anatomie der Feinstwurzeln lassen sich aber verallgemeinern.

Abb. 7.1.1


Morphologisch unterscheidet man die Feinwurzelsyteme als magnolioid (magnolienartig), graminoid (grasartig), als Haarwurzeln und als heterorhiz, d. h. aus Lang- und Kurzwurzeln zusammengesetzt (Baylis 1975). Die Morphologie des Wurzelsystems gibt bereits Hinweise auf die jeweilige Mykorrhiza-Assoziation. Magnolioide Wurzelsysteme sind relativ dick (0.3 bis 2 mm Durchmesser), wenig verzweigt und bilden selten Wurzelhaare. Sie sind typisch für Magnoliengewächse und viele tropische Baumarten sowie für Liliengewächse und Orchideen. Magnolioide Wurzeln bilden arbuskuläre Mykorrhizen mit Glomeromycota oder Orchideen-Mykorrhizen mit Basidiomycota. Graminoide Wurzelsysteme sind „grasartig“ fein (< 0.3 mm Durchmesser), vielfach verzweigt und meist gut mit Wurzelhaaren ausgestattet. Sie sind unter den Blütenpflanzen weit verbreitet und werden von Glomeromycota mykorrhiziert (Abbildung 7.1.1 blau angedeutet). Zwischen der Menge der Wurzelhaare und der Intensität der Besiedelung durch Mykorrhizapilze wurde von Baylis 1975, ein negativer Zusammenhang gefunden. Dieser gilt nach eigenen Untersuchungen an tropischen Bäumen aber nicht generell. Eine Besonderheit sind auch die karottenförmigen Wurzeln mit dichten Wurzelhaaren (engl. dauci form roots) beim Schuppenried (Kobresia spp.), die Mykorrhizen mit Basidiomycota und Ascomycota bilden (Gao & Yang 2010).

Extrem feine und lange Haarwurzeln sind typisch für Heidekrautgewächse (Ericaceae). Die Wurzeln bestehen nur aus einer Zelllage (Epidermis/Rhizodermis) um den aus wenigen oder gar nur einer Zellreihe (Epacirdaceae/Styphelioideae) gebildeten Zentralzylinder und bilden keine Wurzelhaare. Dieser Bau ist Voraussetzung für die ericoide und die cavendishiode Mykorrhiza der Andinen Ericaceae (Abbildung 7.1.1). Letztere bilden aber relativ kurze, verzeigte Haarwurzeln. Heterorhize Wurzelsysteme bestehen aus Trägerwurzeln mit unbegrenztem und Seitenwurzeln mit sehr begrenztem Wachstum. Nur Letztere werden von Basidiomycota und Ascomycota mykorrhiziert und sind die Voraussetzung für die Bildung von Ektomykorrhizen und arbutoide Mykorrhizen. Kiefern (Pinus spp.) haben gabelförmig verzweigte, Bärentrauben (Arctostaphylos spp.) und Erdbeerbaum (Arbutus unedo) kreuzförmig verzweigte Kurzwurzeln. Ein extrem heterorhizes Wurzelsystem stellen die an langen Trägerwurzeln, perlschnurartig aufgereihten, knöllchenförmigen Kurzwurzeln ohne Wurzelhaare der Podocarpaceae, Araucariaceae, Phyllocladaceae und einiger Casuarinaceae dar (Gymnostoma; Duhoux et al. 2001). Diese „knöllchenartigen“ Wurzeln bilden arbuskuläre Mykorrhiza mit Glomeromycota.

Seitenwurzeln werden im Perizykel des Zentralzylinders angelegt und die Knospen bleiben solange von der Endodermis bedeckt, bis diese Anschluss an die Endodermis der neuen Seitenwurzel hat. Beim Durchtritt durch die Rindenschichten entsteht also keine Lücke in der endodermalen Schutzschicht. Die Anlage von Seitenwurzeln wird von der Pflanze gesteuert und hat zunächst den Zweck, laufend nährstoffreiche Nischen im Boden zu erreichen (Lloret & Casero 2002). Seitenwurzeln werden im abgestimmten Zusammenspiel mehrerer Hormone (Auxin, Gibberellin, Cytokinin, Ethylen, Abscisinsäure, Strigolacton) angelegt. Das hormonelle Zusammenspiel wird derzeit auch im Zusammenhang mit der Mykorrhizierung auf molekularer Ebene intensiv untersucht (Jansen et al. 2013;Wachsman et al. 2015; Pozo et al. 2015). Auch die Mykorrhizapilze beeinflussen die Morphologie der Wurzeln, indem sie Zellteilungen im Meristem der Wurzelspitze vermindern und das Austreiben von Seitenwurzeln stimulieren (Berta et al. 1991; Berta et mult. 1995; Splivallo et al. 2008). Es besteht ein direkter Zusammenhang zwischen der Menge an produziertem Auxin und der Zahl der mykorrhizierten Seitenwurzeln (Rudawska & Kieliszewska-Rokicka 1997). Zusätzlich bewirken die Mykorrhizapilze eine Unterdrückung der Wurzelhaare bei der Anlage von Ektomykorrhizen. Pisolithus spp. (Erbsenstreuling) bilden das Hormon Hypaphorin in verstärktem Maße unter dem Einfluss von Eucalyptus Wurzeln und hemmen die Ausbildung von Wurzelhaaren durch Einwirkung auf das Cytoskelett (Béguisterain & Lapeyrie 1997; Ditengou et al. 2003).

Anatomisch bestehen Feinwurzeln aus Zentralzylinder mit Wasser- und Nährstoffe leitenden Elementen (Xylem und Phloem), einer Endodermis (innere Wurzelscheide) und einer i. d. R. mehrschichtigen Rinde (Cortex). Bei magnolioiden und graminoiden Feinwurzeln wird i. d. R. die äußerste Rindenschicht als Epidermis, oft mit kleineren Zellen und häufig mit Wurzelhaaren ausgebildet. Diese zartwandige Außenhaut stellt den Kontakt zum Boden her und hat eine Schlüsselfunktion bei der Aufnahme von Wasser und Nährsalzen aber auch bei der Abgabe von organischen Substanzen in den Boden (Clarke et al. 1979), mit denen u. a. die Mykorrhizapilze angelockt werden. Über die Epidermis der Saugwurzeln erfolgt die Erkennung der Pilze, die Unterscheidung zwischen Symbionten und Parasiten und die spezifische Anheftung der Glomeromycota. Entsprechende Gen-Aktivitäten wurden bereits nachgewiesen (Bonfante et al. 2000). Auch der Nährstoffaustausch zwischen Mykorrhizapilz und Pflanze beginnt bereits an der Epidermis (Requena et al. 2003). Bei Nadelbäumen fehlt eine differenzierte Epidermis und Wurzelhaare werden oft in der zweiten Rindenschicht angelegt.

Abb. 7.1.2 Längsschnitt durch Wurzel einer tropischen Orchidee mit Velamen

Die magnolioiden Wurzeln zahlreicher epiphytischer und anderer tropischer Orchideen bilden ein Velamen aus als äußere Hülle, die der raschen Wasser- und Nährsalzaufnahme und der Wasserspeicherung dient (Abbildung 7.1.2). Das Velamen entspricht einer mehrschichtigen Epidermis, besteht aber letztlich aus toten Zellen. Die Zellwände des Velamen werden reifenartig verstärkt, die Zellen sterben ab und zwischen den Zellen entstehen Löcher, durch die Wasser ein und austreten kann. Die äußerste Rindenschicht ist eine Exodermis mit Durchlasszellen. An den Zellwänden, die direkt vor den Durchlasszellen der Exodermis liegen werden sog. Tilosome gebildet, geweihartigartig verzweigte Zellwandauswüchse, die Wasser kapillar festhalten und damit zusätzlich vor Austrocknung schützen (Benzing et al. 1982; Pridgeon et al. 1983). Das Velamen wird von Mykorrhizapilzen und zahlreichen anderen Mikroorganismen, darunter Stickstoff fixierenden Cyanobakterien besiedelt und liefert so auch zusätzliche Nährstoffe.

Die Zahl der Rindenschichten ist in den Pflanzenfamilien unterschiedlich, beträgt bei den Kiefern- und Buchengewächsen (Pinaceae, Fagaceae) vier Lagen, bei Blütenpflanzen unterschiedlich viele Schichten, bei den Heidekrautgewächsen (Ericoideae, Rhododendroideae, Styphelioideae, Vaccinioideae) nur eine Lage. Bei etwa 90 % aller Blütenpflanzen wird in einer oder mehreren, äußeren Rindenschichten eine Exodermis oder Hypodermis, d. h. eine sekundäre Wurzelscheide ausgebildet (Meyer & Peterson 2013). Die Differenzierung erfolgt, wie bei der Endodermis, durch die Bildung eines Casparischen Streifens, einer gürtelförmigen Einlagerung von Suberin (Kork) in die radialen Wände der Zellen. Die Einlagerung verhindert den apoplastischen Ionen- und Wasserfluss. Zusätzlich werden Suberinlamellen auf die Innenseite der Zellwände aufgelagert, die den symplastischen Transport über Plasmodesmen unterbrechen können und so zum Absterben der Zellen führen. Um dennoch einen symplastischen Ionen- und Wassertransport aufrecht zu erhalten, bleiben sowohl in Exodermis wie Endodermis einzelne Zellen ohne Auflagerung von Suberinlamellen. Diese Zellen werden Durchlasszellen (engl. passage cells) genannt. Die Zellwandstrukturen können differenziert angefärbt werden und sind im Transmissions-Elektronenmikroskop sichtbar (Brundrett et al. 1988; Kottke & Oberwinkler 1990). Exodermis/Hypodermis und Endodermis dienen dem Schutz vor Austrocknung und dem Befall durch Pilze. Parasiten bleiben dadurch häufig auf die Epidermis (Rhizodermis) beschränkt, können teilweise aber auch die Endodermis überwinden und den Zentralzylinder angreifen. Mykorrhizapilze können die Endodermis nicht überwinden und werden daher nie im Zentralzylinder gefunden. Der Casparische Streifen verhindert auch das interzelluläre Eindringen von Pilzen in der Exodermis/Hypodermis und stellt daher in Ektomykorrhizen und Ektendomykorrhizen eine Barriere für das Hartigsche Netz dar, z. B. bei Erle (Alnus), Pappel (Populus), Eucalyptus oder dem Erdbeerbaum (Arbutus undedo). Orchideenpilze und Glomeromycota können aber intrazellulär über die Durchlasszellen in die tieferen Rindenschichten eindringen.

Abb. 7.1.3 Längsschnitte durch den Spitzenbereich von Langwurzel und Kurzwurzel der Fichte (Picea abies) En Endodermis, Wh Wurzelhaube, Zz Zentralzylinder, Pfeile deuten auf Einlagerungen von Phenolen

Die aus Lang- und Kurzwurzeln bestehenden heterorhizen Wurzelsysteme von Bäumen und Sträuchern zeigen einige Besonderheiten, die mit der Bildung von Ektomykorrhizen zusammenhängen (Kottke et al. 1986). Langwurzeln als Träger der Kurzwurzeln haben ein vielzelliges, sehr aktives Meristem und eine ausgeprägte Wurzelhaube. Langwurzeln enden daher spitz (Abbildung 7.1.3). Die Zellen der Wurzelhaube von Langwurzeln werden nicht suberinisiert, sterben rasch ab und dienen zum Gleiten beim Eindringen in den Boden. Weiter distal, im Differenzierungsbereich, können zahlreiche Wurzelhaare ausgebildet werden und die Rindenzellen erfahren ein Längenwachstum. Der Zentralzylinder nimmt etwa 2/3 der Wurzel ein, d. h. Langwurzeln sind für den Ferntransport von Wasser und Nährstoffen spezialisiert. Langwurzeln, wozu auch die Keimwurzel zählt, werden nicht mykorrhiziert solange sie aktiv wachsen. Langwurzeln können sekundäres Dickenwachstum machen und bilden dann eine verkorkte Rinde.

An den Langwurzeln werden in großer Zahl Kurzwurzeln gebildet, die sich auch selbst weiter mit Kurzwurzeln verzweigen können. Kurzwurzeln haben ein wenig aktives, kleines Meristem (Abbildung 7.1.3). Dieses produziert nur wenige Lagen an Wurzelhaubenzellen, wodurch die Wurzelspitzen abgerundet erscheinen. Die Wurzelhaubenzellen lagern Phenole ein und werden anschließend mit einer Lage aus Suberinlamellen abgedichtet (Abbildung 7.1.4). Das führt zum Absterben der Wurzelhaubenzellen. Suberinisierte Zellwandreste der Wurzelhaube bleiben während des langsamen Wachstums an den Rindenzellen haften, so dass die Oberfläche der Kurzwurzeln von einer hydrophoben (Wasser abweisenden) Schicht bedeckt wird (Abbildung 7.1.4c). Diese hydrophobe, Cutin enthaltende Schicht hat eine wesentliche Bedeutung bei der Anheftung der Hyphen von Ektomykorrhizapilzen (siehe Kapitel "Die Strukturen, Ektomykorrhizen"; Kottke 2004; Murray et al. 2013).

Abb. 7.1.4 Transmissions-Elektronenmikrokipsche Aufnahmen von Suberineinlagerungen in Wurzelzellen. a lamellenartige Auflagerung von Suberin auf die Innenseite der Zellwand, b tote Zellen mit Suberinauflagerung und Phenoleinlagerung, c Oberfläche der Kurzwurzel mit suberinisierter Auflage der Wurzelhaubenzellen; Zw Zellwand, Sl Suberinlamellen, Ph Phenole Dz Durchlasszelle, Rwz Rindenzellwand, Wh Wurzelhaube

Der Zentralzylinder nimmt in Kurzwurzeln nur etwa 1/3 des Wurzeldurchmessers ein. Die Endodermis geht bereits wenige Zellen nach der primären Differenzierung in den sekundären, suberinisierten Zustand über. Zellen mit Suberin-Auflagerung sterben ab und bilden eine kollabierte Zelllage zwischen Rinde und Leitgewebe (Abbildung 7.1.4), wodurch die Endodermis oft mikroskopisch schwer zu erkennen ist (Abbildung 7.1.5); Kottke & Oberwinkler 1990). Der symplastische Stofftransport wird durch eine Vielzahl der Durchlasszellen aufrechterhalten. Die Rindenzellen von Kurzwurzeln erfahren nur ein sehr geringes Längenwachstum und bleiben in einem juvenilen Stadium, eine Voraussetzung für die Bildung des Hartigschen Netzes. Während der Besiedlung durch Mykorrhizapilze kann es aber bei den Wurzeln von Laubbäumen (Buche, Eukalyptus) zu einer erheblichen, radialen Streckung der Rindenzellen kommen, wobei die Rindenzellen etwas schräg zur Längsrichtung der Wurzel geraten. Im Querschnitt kann so eine Vermehrung der Zellschichten vorgetäuscht werden (Chilvers & Pryor 1965).

Abb. 7.1.5 Kurzwurzel der Fichte im Ruhezustand. Me Metacutis; kleine Pfeile: Wurzelhaube und Endodermis

Nach kurzer Wachstumsphase gehen Kurzwurzeln in einen Ruhezustand über (Abbildung 7.1.5). Zum Schutz des Meristems wird eine suberinisierte Metacutis ausgebildet, die die Endodermis mit den Zellen der suberinisierten Wurzelhaube verbindet. Unter natürlichen Bedingungen sterben nicht mykorrhizierte Kurzwurzeln anschließend ab. Mykorrhizierung führt hingegen zum Erhalt der Vitalität. Mykorrhizierte Kurzwurzeln lagern Stärke im Zentralzylinder ein und überdauern so mit dem geschützten Meristem Trocken- und Frostzeiten. Nach einer Ruhephase können die Ektomykorrhizen schon vor dem Austrieb der Blätter wieder aktiv werden und die Metacutis durchbrechen (Kottke & Oberwinkler 1986). Die Reste der Metacutis bleiben in der Wurzelrinde sichtbar und können auf Grund ihrer Autofluoreszenz unter UV Licht erkannt werden. So können an Längsschnitten Wachstumsschübe beobachtet werden, die Auskunft über Umweltbedingungen geben (Kottke et al. 1993). Beim Übergang in die Ruhephase werden Phenole auch in die äußeren Rindenzellen eingelagert. Diese Zellen sterben dann häufig ab, bleiben aber als sog. „Tanninschicht“ erhalten und sind in Schnitten gut zu erkennen. Diese Phenol-Einlagerungen erschweren molekulare Analysen.

Die Strukturen der Mykorrhizen[Bearbeiten]

Mykorrhizen erfüllen die von De Bary 1879 geforderte Voraussetzung für ein mutualistisches Zusammenleben, nämlich spezielle, lokal begrenzte, strukturelle Differenzierungen. Mykorrhizen können daher bereits morphologisch erkannt und von parasitischen Pilz-Infektionen unterschieden werden. Wurzelparasiten sind auf die Epidermis begrenzt oder verbreiten sich im Leitgewebe und rufen sichtbare Nekrosen hervor. Mykorrhizapilze besiedeln mehrheitlich die Wurzelrinde der feinen Saugwurzeln oder die Parenchymzellen von Lebermoosen und breiten sich darin intrazellulär oder interzellulär aus. Sie nutzen die Epidermis i. d. R. nur als Eintrittspforte. Nur bei den Haarwurzeln der Ericaceae, die nur eine Epidermis als Rindenschicht ausbilden, wird diese besiedelt. In Abhängigkeit von Thallus- und Wurzelstrukturen einerseits und der verschiedenen Mykorrhizapilz-Gruppen andererseits entstanden die im Folgenden beschriebenen Organisationsformen der Mykorrhizen. Die Unterteilung ist auf Grund neuer Erkenntnisse gegenüber herkömmlichen Lehrbüchern erweitert worden. Die unterschiedlichen Strukturen der Mykothalli der Lebermoose und die Vielfalt ihrer Mykorrhizapilze sind bemerkenswert und werden daher detailliert dargestellt. Diese relativ artenarme und unscheinbare Pflanzengruppe, die auf feuchte Habitate beschränkt ist, mag für den Laien als überbewertet erscheinen. Für die Evolution der verschiedenen Organisationsformen der Mykorrhiza während Zeiten von weltweit tropisch feuchtem Klima waren Lebermoose aber von erheblicher Bedeutung. Nicht nur der Ursprung der Mykorrhiza zwischen Lebermoosen und Endogonales (Mucoromycotina) oder Glomeromycota sondern auch die Übergange zu den basal stehenden Agaricomycetes (Sebacinales und Tulasnellaceae) sowie zu Rhizoscyphus ericae aggr. (Ascomycota) erfolgten wahrscheinlich zuerst bei den Lebermoosen (Pressel et al. 2010).

Da Mykorrhizen von jeder neu austreibenden Wurzel oder jedem Thallus individuell neu gebildet werden müssen, wird hier auch die Entwicklung dargestellt. Es lassen sich allgemein folgende Entwicklungsstadien unterscheiden: (1) In der Vorbereitungsphase oder präsymbiotischen Phase erfolgt die gegenseitige Erkennung von Pilz und Wurzel. Noch bevor es zu einem direkten Kontakt kommt, erfolgt ein auf die Wurzel gerichtetes Wachstum der Hyphen. (2) Darauf folgt die Anheftungsphase mit einer Vielzahl fein abgestimmter Zellvorgänge. Sichtbar ist eine verstärkte Verzweigung und/oder ein Anschwellen der Hyphen verbunden mit strukturellen Veränderungen beim Cytoskelett und der Lage und Größe des Zellkerns in der Wurzelzelle. (3) Daran schließt sich die Eindringungsphase an, bei der die Pilzhyphen entweder in oder zwischen die lebenden Wurzelzellen einwandern und spezielle Strukturen zum bidirektionalen Stoffaustausch ausbilden. (4) Die folgende Arbeitsphase dient dem Nährstoffaustausch. (5) Ihr folgt eine Alterungsphase.


Endomykorrhizen[Bearbeiten]

Mykothalli mit Endogonales[Bearbeiten]

Abb. 7.2.1 Schema der Endogonales in Lebermoosen und Natternzunge

Erst seit wenigen Jahren sind die Mykothalli zwischen Endogonales und den ganz basal im System der Lebermoose stehenden Haplomitropsida aus Neuseeland bekannt (Carafa et al. 2003; Duckett et al. 2006; Bidartondo et al. 2011; Field et al. 2014). Die sehr feinen (Durchmesser 0.8 – 1.5 µm), unseptierten, vielkernigen Hyphen bilden intrazelluläre Knäuel in den kriechenden Achsen der Lebermoose. An den Hyphenenden werden Gruppen von kugelförmigen, bis zu 10 µm großen Anschwellungen gebildet (Abbildung 7.2.1). Zuvor waren ähnliche Strukturen im Gametophyten der Mondraute und in Wurzeln der Natternzunge (Ophioglossaceae) ultrastrukturell gezeigt worden (Schmid & Oberwinkler 1994, Schmid & Oberwinkler 1996). Sie waren wohl bereits von Burgeff 1938 im Lichtmikroskop erkannt und als "Sternarbuskel" bezeichnet worden. Sowohl die Hyphen als auch die Anschwellungen kollabieren nach kurzer Zeit und werden von Zellwandmaterial eingeschlossen. Zusätzlich können die schleimhaltigen Interzellularen der Lebermoose von dicht gepackten Hyphen besiedelt werden (Gattung Treubia). Teilweise werden dickwandige Dauerstadien gebildet. Die Hyphen dringen zwischen den Epidermiszellen in die unteren Lagen des Thallus ein oder besiedeln nur die Epidermis (Gattung Haplomitrium). Die Rhizoide werden offensichtlich nicht besiedelt.

Field et al. 2014 gelang es, das Myzel aus Haplomitrium zu isolieren und die Mykorrhizierung auch in Kultur nachzuweisen. Bereits die Myzelkulturen bildeten kugelige Anschwellungen der Hyphenenden. Die Funktion der Anschwellungen ist nicht bekannt. Eine Entsprechung zu den Arbuskeln der Glomeromycota wird diskutiert. Die Synthese zeigte einen bemerkenswerten Einfluss der Mykorrhizapilze auf die Entwicklung der Lebermoose: ohne Pilzpartner entwickelte Haplomitrium gibbsiae keine unterirdischen Achsen und Treubia lacunosa bildete keinen intrazellulären Schleim, beides Voraussetzungen der Mykorrhizierung. Auch der Austausch von Nährstoffen wurde in diesen Experimenten nachgewiesen. In den Hyphen werden Lipide gespeichert. Die Hyphen enthalten zudem Bakterien der Gruppe Mollicutes (Duckett et al. 2006; Desirò et al. 2015). Hyphen dieser Mykorrhizapilze zeigen damit viele Merkmale, die auch bei den Glomeromycota zu finden sind.  

Die Arbuskuläre Mykorrhiza[Bearbeiten]

Abb. 7.2.2 Schema der arbuskulären Mykorrhiza

Die arbuskuläre Mykorrhiza wird an Gefäßpflanzen (Farne, Nadelbäume, Blütenpflanzen) und an thallosen Lebermoosen mit Glomeromycota in strukturell sehr ähnlicher Weise ausgebildet. Die wesentlichen Merkmale zeigt Abbildung 7.2.2. Die Bezeichnung „arbuskuläre Mykorrhiza“ (AM) weist auf das Hauptmerkmal hin, die Arbuskel. Es handelt sich um bäumchenartig verzweigte Hyphen in lebenden Rindenzellen, die dem Nährstoffaustausch zwischen Pilz und Pflanze dienen (siehe Kapitel "Die Grundprinzipien, Komplementäre Eigenschaften"). Da viele Glomeromycota auch Vesikel in den Wurzeln bilden, kugellförmige oder ovale Anschwellungen der Hyphen, die der Speicherung von Lipiden dienen, war lange Zeit auch die Bezeichnung „vesikulär-arbuskuläre Mykorrhiza“ (VAM) gebräuchlich.

Wurzeln von Mais, Reis, Weizen und Gerste zeigen eine Gelbfärbung, wenn sie mit Glomus intraradices mykorrhiziert werden. Die Färbung ist auf Apocarotenoide zurückzuführen, Mycorradicin (C14) Conjugate oder Cyclohexenonderivate (Walter et al. 2000). Im Allgemeinen muss die Mykorrhizierung aber über Aufhellung der Wurzel mit Kalilauge und Färbung der Hyphen mikroskopisch nachgewiesen werden (Methylblau in Milchsäure, Tinte, Chlorazol Black; Brundrett et al. 1984), da arbuskulär mykorrhizierte Wurzeln sich äußerlich nicht von „sterilen“ Wurzeln unterscheiden. Wurzeln und Lebermoos-Thalli können von verschiedenen Arten der Glomeromycota gleichzeitig besiedelt sein, wie sorgfältige, mikroskopische Untersuchungen in Kombination mit molekularen Analysen erkennen lassen (Beck et al. 2005, Beck et al. 2007). Eine Zuordnung zu Pilzarten ist daher schwierig, die Identifizierung von Familien der Glomeromycota aber teilweise morphologisch möglich.

Abb. 7.2.3 Haftplatten

Ausgangspunkt der Besiedlung sind keimende Dauersporen oder Myzel, das von benachbarten Mykorrhizen stammt. Die Nähe zu einer kompatiblen Wurzel stimuliert die Keimung der Sporen und das Hyphenwachstum durch von der Wurzel abgegebenes CO2 und Flavonoide, wie Quercetin (Harrison 2005). Beobachtete artspezifische Unterschiede der Stimulation führen aber nicht zu konstanten, spezifischen Präferenzen der Partner (Scervino et al. 2005). In manchen Fällen sind Kälteperioden oder andere Stimuli notwendig, um die Sporenruhe zu brechen (Giovannetti et al. 2010). Unter Nutzung der gespeicherten Nährstoffe keimen die Sporen und es wird ein begrenztes, aber verzweigtes Hyphensystem gebildet, das nach einer passenden Feinstwurzel sucht (Brundrett et al. 1985; Giovannetti et al. 1993). Wird diese nicht kurzfristig gefunden, werden Bereiche des Myzels durch Septen abgetrennt, in die sich das Cytoplasma zurückzieht und so überdauern kann. Auch kleine „Sekundär-Sporen“ werden ausgebildet, die wieder keimen können (Giovannetti et al. 2010). Der „Suchvorgang“ kann mehrfach wiederholt werden. Trifft das Myzel keine Wirtspflanze, entwickelt es sich aber nicht weiter. Erreicht es eine kompatible Wurzel, so erfolgt ein Hyphenwachstum mit reicher Verzweigung und die Ausbildung von Hyphopodien. Auffallend reich verzweigte oder fächerartig wachsende Hyphen wurden auf der Wurzeloberfläche tropischer Bäume beobachtet (Beck et al. 2005, Beck et al. 2007; Abbildung 7.2.3). Sie können als Hyphopodien angesehen werden, über die wahrscheinlich bereits ein Nährstoffaustausch möglich ist. Wurzelhaare selbst werden selten besiedelt.

Unter einem Hyphopodium versteht man eine Anschwellung der Hyphe, von der aus sie zwischen oder in die Epidermiszellen eindringt, ähnlich den Appressorien parasitischer Pilze (Abbildung 7.2.4). Das Eindringen erfolgt durch einen sehr engen Kanal, wonach die Hyphe wieder ihre ursprüngliche Dicke annimmt (Garriock et al. 1989). Bei Wurzeln mit einer Exodermis können die Hyphen nur über die Durchlaßzellen, in denen sie Schlingen ausbilden, die Wurzelrinde erreichen (Abbildung 7.2.4). Die Hyphen dringen anschließend entweder von Zelle zu Zelle vor oder breiten sich entlang der Interzellularen aus. In den Interzellularen können Hyphenverbindungen (Anastomosen) gebildet werden, und so Netze um die Rindenzellen entstehen. Anastomosen sind aber auf Glomeraceae und Acaulosporaceae beschränkt. Hyphen können auch fingerartig-verzweigt die Wurzelzellen umwachsen, ähnlich dem Hartigschen Netz der Ektomykorrhizen (Abbildung 7.2.4; Beck et al. 2005). In älterer Literatur wurden die beiden Besiedelungstypen als Arum-Typ mit interzellulärer Ausbreitung der Hyphen und Paris-Typ mit Ausbreitung von Zelle zu Zelle unterschieden (Gallaud 1905).

Abb. 7.2.4 Zeichnungen arbuskulärer Mykorrhizen


In thallosen Lebermoosen ist die Besiedelung stets intrazellulär, auf den nicht photosynthetischen Parenchymbereich beschränkt, z. T. darin eng begrenzt in der Nähe des Leitstrangs, z. T. im gesamten, dem Boden anliegenden Bereich (Abbildung 7.2.5). Die lebenden Rhizoide sind hier bevorzugte Eintrittspforten der Glomeromycota. Es wurden unterschiedliche Strukturen der Anheftung gefunden (Ligrone & Lopes 1989 an Conocephalum conicum, Kottke et al. 2008 an Jensenia erythropus; Abbildung 7.2.6). Nach eigenen Beobachtungen wird jedes Rhizoid nur von einer Hyphe der Glomeromycota besiedelt.

Abb.7.2.5 Schnitte durch Mykothalli
Abb. 7.2.6 Spross und Mykothallus von Jensenia


Arbuskel werden entweder endständig in extra Zellen (Arum-Typ) oder seitenständig an den intrazellulären Hyphen (Paris-Typ) angelegt. Sie können unterschiedliche Formen annehmen (Abbildung 7.2.7; Beck et al. 2007). Mykoheterotrophe Arten enthalten mehrheitlich keine Arbuskel sondern nur Hyphenknäuel (Imhof 2007). In den extrem feinen Wurzeln von Dictyostega orobanchoides (Burmanniaceae) kann man aber arbuskelartige Strukturen beobachten (Abbildung 7.2.8). Ultrastrukturelle Untersuchungen hierzu fehlen aber bisher.

Abb. 7.2.7 Zeichnungen verschiedener Arbuskel
Abb. 7.2.8 Mikroskopische Aufnahmen von Hyphenknäuel und Arbuskel
Abb. 7.2.9 Arbuskel und Vesikel in Jensenia
Abb. 7.2.10 Ultrastruktur der Arbuskel

Die Ultrastruktur der aktiven Arbuskel wird hier am Beispiel von Jensenia erythropus (Pallaviciniaceae) gezeigt (Abb 7.2.6), denn Arbuskel und Vesikel entsprechen der Ausbildung in Wurzeln (Abbildungen 7.2.9 und 7.2.10). Die feinen Arbuskeläste sind von der periarbuskulären Membran umgeben. Zellen mit aktiven Arbuskeln zeigen eine deutliche Vermehrung des Cytosols, der Mitochondrien, der Ribosomen und des endoplamatischen Reticulums (Abbildung 7.2.10a und b). Die Hyphenwände werden innerhalb der Wurzel zunehmend feiner und bestehen in den Arbuskeln nur noch aus einer amorphen Schicht von Chitin. Arbuskel haben nur eine kurze Lebenszeit. Der Zellinhalt wird abgebaut und Septen eingezogen. In den Trägerhyphen erscheinen vermehrt Lipide (Abb. 7.2.10c). Abgestorbene Arbuskel und Trägerhyphen werden von Zellwandmaterial der Pflanze umgeben (Abbildung 7.2.10d). In einer Zelle können mehrfach Arbuskel angelegt werden, sodass aktive und degenerierte Arbuskel nebeneinander gefunden werden.

In den Mykorrhizen der Glomeromycota werden Speicher angelegt, sog. Vesikel, die auch zu Dauersporen werden können (Abbildung 7.2.9). Es handelt sich um inter- und intrazelluläre, blasenförmige, meist endständige Anschwellungen von Hyphen, die in jungem Zustand plasmareich und vielkernig sind, später mit Lipiden angefüllt werden. Entsprechend findet man sie besonders in älteren und äußeren Wurzelabschnitten. Die Vesikel können unterschiedliche Formen haben (Beck et al. 2007; Abbildung 7.2.4) Den Gigasporaceae fehlen Vesikel und entsprechend auch intraradikale Dauersporen.

Das Eindringen einer Hyphe in eine Zelle wurde am experimentellen System Medicago truncatula - Gigaspora gigantea bzw. Gigaspora rosea mit Hilfe der Lasermikrodissektion/Confocalen Mikroskopie detailliert untersucht und Veränderungen am Cytoskelett und die Wanderung des Zellkerns in den Epidermiszelle eindrucksvoll dargestellt (Gomez et mult. 2009; Genre et al. 2005, Genre et al. 2008). Der Zellkern wandert von der inneren Zellwand, an der er sich im nicht angeregten Zustand befindet, innerhalb von etwa 2 Stunden nach Hyphenkontakt an die äußere Zellwand, direkt unter die Kontaktstelle der Hyphe. Gleichzeitig richtet sich das Cytoskelett der Zelle (Mikrotubuli und Aktinfilamente) auf den Zellkern hin aus. Endoplamatisches Reticulum sammelt sich unter dem Hyphopodium und um den Zellkern. Anschließend bewegt sich der Kern mit einer Geschwindigkeit von 20 µm/h vom Hyphopodium weg wieder an die gegenüberliegende, innere Zellwand, begleitet von einem Plasmastrang und umgeben von einem dichtem Netz aus Mikrotubuli und parallel verlaufenden Mikrofilamenten. Es entsteht eine Röhre aus dichten ER-Vesikeln.

Aus dieser Röhre entsteht unter Beteiligung des Golgi Apparates in noch nicht geklärter Form die Hyphen umgebende, perihyphale Plasmamembran (engl. perifungal membrane), in die anschließend, nachdem die Röhre vollständig ausgebildet ist, die Hyphe einwächst und die Zelle durchquert, darin einen Knäuel oder Arbuskel bildet. Dringt die Hyphe in eine benachbarte Zelle, fusionieren die perihyphale Membran und die Plasmamembran dieser Zelle. Vor jedem Eindringen in weiter innen liegende Wurzelrindenzellen wird ein ähnlicher Prä-Infektionsapparat ausgebildet, der mit der beschriebenen Kernwanderung verbunden ist. Die Abläufe unterscheiden sich nur geringfügig zwischen Arum-Typ und Paris-Typ.

Diese Vorgänge verlaufen wahrscheinlich wohl für alle Endomykorrhizen ähnlich. Bonfante & Genre 2008 sehen in den Vorgängen Parallelen zu der Ausbildung der Zellplatte (Phragmoplast) während der Zellteilung. Bei beiden Vorgängen wird eine Zellwand de novo gebildet und die gleichen Gene aktiviert. Es werden also grundlegende Vorgänge in Pflanzenzellen und bereits vorhandene genetische Programme für die Mykorrhizierung „umfunktioniert“ (Guether et al. 2009).

Von den besiedelten Wurzeln wächst Myzel in den Boden aus. Am freien oder extraradikalen Myzel sind bei sorgfältiger Präparation außer dickwandigen, weitlumigen Hyphen auch sehr feine Verästelungen zu erkennen, die in der Art der Verzweigung an Arbuskel erinnern (Abbildung 7.2.2). Sie wurden zunächst als ALS, (arbuscle-like structures) später als BAS, (branched absorbing structures), also Nährstoff aufnehmende Strukturen bezeichnet (Bago et al. 1998). Unter experimentellen Bedingungen waren die fein verzweigten Hyphen von Glomus intraradices nur kurzzeitig ca. 7 Tage aktiv.

Abb. 7.2.11 Helferzellen einer Gigasporaceae

Am extraradikalen Myzel bilden Glomeromycota vielkernige, vegetative Sporen (Chlamydosporen) aus, mit deren Hilfe sie ungünstige Wachstumszeiten überdauern können. Die Sporen enthalten Lipide, die man lichtmikroskopisch als lichtbrechende Tropfen erkennen kann, wenig Glycogen im Cytosol und Polyphosphate in kleinen Vakuolen. Die Art der Sporenanlage und die Strukturen der Sporenwände werden zur Unterscheidung von Arten, Gattungen und Familien verwendet (Oehl et al. 2011). Gigasporaceae bilden sog. Helferzellen oder Auxilliarzellen, Gruppen sehr kleiner, ballonförmiger Zellen, die oft eine unregelmäßige Oberfächenstrukur (eckig, knollig, sternartig) aufweisen (Abb. 7.2.11). Sie speichern Lipide, die für die Sporenbildung verwendet werden (de Souza & Declerck 2003).

Die Aneuroide Mykorrhiza[Bearbeiten]

Abb. 7.2.12 Schema Aneuroide Mykorrhiza
Abb. 7.2.13 Querschnitt durch Thallus von Riccardia mit Mykorrhizapilzen (blaue Hyphenschlingen)

Die Aneuroide Mykorrhiza (Abbildungen 7.2.12 u nd 7.2.13), wie sie hier genannt wird, kommt nur bei den Ohnnervmoosen vor (Aneuraceae, Metzgeriidae, Lebermoose). Sie entspricht in Struktur und bezüglich der Mykorrhizapilze der Orchideen-Mykorrhiza. Ohnnervmoose bilden lappige, dem Boden oder Wurzeln anliegende oder mehr oder weniger aufsteigende, stärker verzweigte Thalli ohne Mittelrippe (Abbildung 7.2.13). Weltweit gibt es nur 4 bis 5 Gattungen, deren wichtigste die grünen Aneura und Riccardia sowie der chlorophyllfreie Cryptothallus sind (Gradstein et al. 2001). Cryptothallus (= Aneura) mirabilis lebt in kalkreichem Schlamm. Die Mykorrhizapilze sind, soweit bisher molekular und ultrastrukturell nachgewiesen, Tulasnellaceae, erkennbar am Doliporus mit nicht perforiertem Parenthesom und Schleimeinlagerungen in den Hyphenwänden (Abbildung 7.2.14) (Kottke et al. 2003; Nebel et al. 2004; Bidartondo & Duckett 2010; Pressel et al. 2010). Sebacinales (Serendipita) können nicht ausgeschlossen werden, da sie molekular mehrfach gefunden wurden. Sie sind aber wohl selten. Die Diversität der Tulasnella Arten ist in tropischen Aufsammlungen deutlich höher als in solchen aus Europa (Preußing et al. 2010).

Die Mykorrhizapilze dringen vornehmlich über Rhizoide ein, können aber auch direkt die Epidermis besiedeln und breiten sich in bodennahen Teilen der Thalli aus (Abbildung 7.2.13). Beim Durchtritt durch die Zellwände verengen sich die Hyphen und lösen die Zellwand leicht an. Sie bilden einfache oder verzweigte, intrazelluläre Hyphenschlingen, die von der Plasmamembran umgeben sind (Abbildung 7.2.14). Im interhyphalen Raum ist eine Matrix sichtbar, die alternde und kollabierende Hyphen später einschließt. Die Zellkerne besiedelter Zellen werden lappig vergrößert. Bei Cryptothallus mirabilis wird das gesamte Gewebe außer der Epidermis, bei Aneura mehrere Lagen des ventralen Teils der Thalli besiedelt. Die Intensität der Besiedelung nimmt bei den Arten der Gattung Riccardia in stärker aufrechten Thalli zunehmend ab (Krause et al. 2011). Ungewöhnlich ist, dass auch Chloroplasten enthaltende Zellen besiedelt werden können, in denen man dann auch Stärke beobachten kann.

Abb. 7.2.14 Ultrastruktur der Aneuroiden Mykorrhiza. a Übersicht, Plasmamembran (schwarzer Pfeil) um Hyphen (Hy), b lappiger Zellkern (K), c Doliporus (weißer Pfeil), Matrix (Stern), Schleimkörper (weißer Pfeilkopf) von Tulasnella, d lebende und abgestorbene Hyphen (degHy) in einer Zelle


Jungermannioide Mykorrhizen[Bearbeiten]

  • Jungermannioide Mykothalli mit Ascomycota

Zahlreiche terrestrisch lebende, beblätterte Lebermoose (Jungermanniales) bilden mit Ascomycota Mykothalli, die auf die Rhizoide beschränkt bleiben. Die Pilze, von denen bisher nur Rhizoscyphus ericae aggr. experimentell und molekular identifiziert wurde, besiedeln insbesondere die mehrzelligen Rhizoide der Schistochilaceae und die dicht stehenden Rhizoide an den chlorophyllfreien, peitschenförmigen Achsen (Flagellen) von Lepidoziaceae, Calypogeiaceae, Adelanthaceae, Cephaloziaceae und Cephaloziellaceae (Duckett & Read 1995; Upson et al. 2007; Pressel et al. 2010). Die Flagellen breiten sich in humusreichen Substraten bis 30 cm tief aus, wo sie ihre Mykorrhizapilze finden. Rhizoscyphus ericae aggr. besteht aus einer Gruppe nah verwandter Taxa, die auch Heidekrautgewächse (Ericaceae) mykorrhizieren, die auf ähnlichen Substraten vorkommen. Wie bereits im Kapitel "Die Mykorrhizapilze" dargestellt, verfügen diese Ascomycota über besondere enzymatische Fähigkeiten, um aus diesen Substraten Nährstoffe zu mobilisieren. Es ist also durchaus glaubhaft, dass nur diese kleine Pilzgruppe geeignete Mykorrhizapilze sind, um die besonderen, rhizoidalen Mykothalli zu bilden.

Die Spitzen der einzelligen Rhizoide sind angeschwollen oder verzweigt, was durch Kontakt zu festem Substrat und durch die Mykorrhizapilze verursacht oder verstärkt wird, ein Phänomen, das nur bei diesen Lebermoosen beobachtet wird. Die Hyphen dringen ohne sichtbare Hyphopodien in die Rhizoidspitze ein. Dabei kann ein Rhizoid mehrfach besiedelt werden. Die Hyphen verzweigen sich, bilden Knäuel in der Rhizoidspitze oder breiten sich bis zur Rhizoidbasis aus, wo sie wiederum eine dichte Lage aus gleichförmigen Hyphen bilden.

Abb. 7.2.15 Jungermannioider Mykothallus mit Ascomycota a Schnitt durch Bauchseite des Stämmchens von Cephalozia lunulifolia mit angeschnittenen Rhizoiden und dicht besiedelten benachbarten Zellen, Zellwandeinwüchse erkennbar; b Elektronenmikroskopische Aufnahme der Rhizoidbasis zeigt die von Zellwand begleiteten Hypheneinwüchse in benachbarte Zelle; c Ultrastruktur der Hyphen in lebender Zelle mit abnehmender Dicke der Zellwand-Auflagerung (dunkle Matrix). Hy Hyphen, K Hyphenkern, Rh Rhizoidzelle

Bei einigen Gattungen (z. B. an Cephalozia, Nowellia, Calypogeia, Odontoschisma) dringen fingerförmig verzweigte Hyphen in die benachbarten, plasmatischen Zellen ein, bleiben dabei aber von der mitwachsenden Zellwand umschlossen (Abbildung 7.2.15). Diese stiftartigen Einwüchse sind schon im Lichtmikroskop erkennbar. Eine weitere Besiedelung der Thalli erfolgt nicht. Man kann daher von „rhizoidaler, jungermannioider Mykorrhiza“ sprechen. Aus Kulturversuchen weiß man, dass die Rhizoide leben, wenn sie besiedelt werden. Das Cytoplasma stirbt aber offensichtlich rasch ab, da im Freilandmaterial nur tote Rhizoide mit aktiven Hyphen gefunden wurden. Man kann die Bildung der Zellwand-Einstülpungen an der Rhizoidbasis durch aktive Hyphen als eine Form von Transferzellen deuten, über die der aktive Stoffaustausch zwischen Pflanze und Pilz vergrößert wird. Die Flagellen selbst werden aus langgestreckten Zellen gebildet, deren endständige Querwände zahlreiche Tüpfel enthalten und sie so zum Stofftransport befähigen, auch wenn ein Leitgewebe fehlt (Duckett et al. 1991). Physiologische Untersuchungen dieses Interaktionstyps fehlen bisher.

Bei den innerhalb der Jungermanniales basal stehenden, in Neuseeland und Südchile vorkommenden Schistochilaceae werden mehrzellige Rhizoide gebildet. Die Zellen werden individuell von außen besiedelt, wiederum von Rhizoscyphus ericae aggr. (Pressel et al. 2008). Die eindringenden Hyphen werden zunächst nur kragenartig von der Zellwand umschlossen und von der Plasmamembran begleitet. Im späteren Stadium sind sie aber vollständig von der Zellwand eingeschlossen, die von der interhyphalen Matrix ausgehend noch zusätzliche, geweihartige Fortsätze ausbildet. Die dadurch erreichte Vergrößerung der Plasmamembran entspricht der in Transferzellen und könnte wiederum für einen verbesserten Stofftransfer stehen. Die Rhizoidzellen bleiben vital, während die Hyphen allmählich absterben und in Zellwandmaterial eingeschlossen werden. Die Interaktion verläuft also etwas anders als bei den oben dargestellten Lebermoosen.

  • Jungermannioide Mykothalli mit Serendipita (Sebacinales, Basidiomycota)

Eine eigene Untergruppe von Serendipita Arten bildet Mykothalli mit einer großen Zahl von Jungermanniales (darunter Gynomitraceae, Scapaniaceae, Lophocoleaceae, Plagiochilaceae, Lophoziaceae, Arnelliaceae; Calypogeiaceae; Kottke et al. 2003; Duckett et al. 2006b; Bidartondo & Duckett 2010; Newsham & Bridge 2010). Experimente zeigen eine Förderung des Thalluswachstums und die Bildung von Antheridien und Perianthen, Stadien, die ohne Mykorrhizapilze nicht erreicht wurden. Dabei wurde eine relativ enge Partnerwahl festgestellt, die sich auch in Sequenzdaten aus Feldmaterial spiegelt.

Abb. 7.2.16 Jungermannioider Mykothallus mit Serendipita a Rhizoidbasis (Rh) von Calypogeia muelleriana mit zapfenförmigem Einwachsen von Hyphenästen einer Serendipita sp. in benachbarte Stämmchenzelle (St). Pfeil: Doliporus (Dp), (K) Dikaryon. b Stämmchenzellen von Lophozia excisa mit vitalen Hyphen ohne Zellwandauflagerungen

Serendipita wurde nicht in Lebermoosen mit Flagellen gefunden, sondern besiedelt von den Rhizoiden ausgehende Zellen der Stämmchen bis in den zentralen Bereich (Duckett et al. 2006b). Die Besiedelung der Rhizoiden ist ähnlich wie die oben beschriebene, Anschwellungen der Rhizoidspitze und Verzweigungen sind aber selten. In der Rhizoidbasis wird eine dichte Lage von gleich dicken Hyphen gebildet. Von dort dringen feinere Äste in die angrenzenden Zellen ein, wobei sie zunächst von der Zellwand der Stämmchenzellen umhüllt werden (Abbildung 7.2.16a). Es entstehen so auch hier stiftartige Einwüchse. Im fortgeschrittenen Stadium werden die Hüllen dünner und die Hyphen schließlich nur von der perihyphalen Membran umgeben (Abbildung 7.2.16b). Es handelt sich demnach um eine jungermannioide Mykorrhiza, die nicht auf die Rhizoide beschränkt bleibt. Die Alterung erfolgt wie bei den Rhizoiden zunächst in den Lebermooszellen, während die Hyphen länger vital bleiben.

Die Orchideenmykorrhiza[Bearbeiten]

Abb. 7.2.17 a Epiphytische Orchidee, Stelis superbiens, b Wurzeln der epiphytischen Orchidee haften an der Rinde, c Querschnitt durch Mykorrhiza mit Hyphen im Velamen V und Hyphenknäueln in der Wurzelrinde Rz, d Hyphenknäuel vergrößert; Hyphen breiten sich von Zelle zu Zelle aus.

Die Wurzeln der Orchideen entsprechen anatomisch dem magnolioiden Typ (Abbildung 7.1.1). Sie sind relativ dick mit wenigen oder fehlenden Wurzelhaaren und mehreren Lagen großer Rindenzellen. Die Wurzeln tropischer, epiphytischer Orchideen haben oft verzweigte Wurzeln, mit denen sie sich am glatten Baumstamm oder Ast verankern (Abbildung 7.2.17a und b). Zusätzlich bilden diese Orchideen eine mehrschichtige Epidermis, die als Velamen bezeichnet wird und nach Absterben der netzförmig versteiften Zellen als Wasserspeicher dient (Abbildung 7.2.17c). Das Velamen wird von zahlreichen Pilzarten besiedelt, während die Rindenzellen nur die Hyphenknäuel der Mykorrhizapilze enthalten (Herrera et al. 2010). Die Hyphen sind im Lichtmikroskop gut zu erkennen, wenn man Handschnitte mit 0.05 % Methylblau in Milchsäure anfärbt (Abbildung 7.2.17c und d). Daneben erkennt man gelbliche Klumpen von abgestorbenen, in Zellwandmaterial eingeschlossenen Hyphen (nicht gezeigt). Grüne Erdorchideen sind in den gemäßigten Klimazonen häufig nur spärlich mykorrhiziert, während tropische Orchideen nach eigenen Erfahrungen gut mykorrhizierte Wurzeln im Humus oder Lehmboden aufweisen. Epiphytische Orchideen sind nur an Wurzelabschnitten besiedelt, die Kontakt zur Rinde, am günstigsten mit Moosauflage haben. Luftwurzeln werden nicht mykorrhiziert.

Abb. 7.2.18 a Querschnitt durch Orchideenmykorrhiza, Ep Epidermis , Ri Rhizodermis = Exodermis mit Dz Durchlasszellen, Hy lebende Hyphen, dHy degenerierte Hyphen, Rz Rindenzelle, b Durchlasszelle zwischen toten Exodermiszellen, c Atratiella löst Zellwand Zw an und dringt, begleitet von Plasmalemma und Matrix M in lebende Durchlasszelle ein, d Hyphe eines anderen Pilzes wird durch Zellwandauflagerung am Eindringen gehindert, e Hyphe in lebender Rindenzelle, umgeben von perihyphaler Membran und fibrillärer Matrix.

Unter der Epidermis wird eine Exodermis oder Rhizodermis gebildet, die aus suberinisierten, dickwandigen Zellen besteht, die rasch absterben, und dünnwandigen, lebenden Durchlasszellen (Abbildungen 7.2.18a, b, d). Nur geeignete Mykorrhizapilze können über die Durchlasszellen der Exodermis in die Rindenzellen eindringen (Abbildung 7.2.18c) (Kottke & Suárez 2009; Kottke et al. 2010). Erfolgt die Besiedelung über ein Wurzelhaar, ist eine Erweiterung in der Art eines Anheftungskissens (Hyphopodium) zu beobachten (Williamson & Hadley 1970). Die einzelligen, lebenden Wurzelhaare und die Durchlasszellen zeigen keine Abwehrreaktionen gegen die Mykorrhizapilze. Andere Pilze werden durch Bildung einer Wandverdickung abgewehrt (Abbildung 7.2.18 d). Die zu Grunde liegenden Erkennungsmechanismen sind nicht bekannt.

Die Mykorrhizapilze bilden dichte, verzweigte Knäuel, auch Pelotons genannt (nach dem französischen Wort für Garnknäuel; Noel Bernard). Sie bestehen aus gleichförmigen, 1.5 bis 2 µm dicken Hyphen (Abbildung 7.2.18). Die Hyphen enthalten pro Zelle zwei Kerne, zahlreiche oft sehr lange Mitochondrien, viel rauhes endoplasmatisches Reticulum, wenige, meist kleine Vakuolen und oft viele Glycogenrosetten. Der Zellkern der Wurzelzelle erscheint vergrößert, oft lappig verformt mit vergrößerten Poren. Hyphen liegen ihm oft dicht an. Das Cytosol der Wurzel kann dicht sein oder als lockeres Netz die Zellen durchziehen. Die Mykorrhizapilze werden von der perihyphalen Membran und einer Matrix aus Zellwandmaterial umgeben, wenn sie die lebenden Rindenzellen besiedeln (Abbildung 7.2.18c und e). Plastiden in besiedelten Zellen enthalten keine Stärke. Plastiden mit Stärke finden sich aber in den nicht besiedelten Zellen (Abbildung 7.2.19a). Dem Besiedelungsablauf entsprechend befinden sich die Zellen mit abgestorbenen Hyphen mehrheitlich in den äußeren, zuerst besiedelten Rindenschichten und die unbesiedelten Zellen in der Nähe des Zentralzylinders.

Bei der Besiedelung erfolgen, ähnlich der arbuskulären Mykorrhiza, Veränderungen am Cytoskelett (Uetake & Peterson 1998). Mikrotubuli am Plasmalemma verschwinden beim Eindringen der Hyphen, werden aber an der perihyphalen Membran wieder aufgebaut und sind auch um die kollabierten Hyphen zu finden. Den Mikrotubuli wird eine Funktion beim Aufbau der Matrix zugeschrieben, die zwischen der Plasmamembran und den Hyphen mit zunehmendem Alter ausgebildet wird. Pais & Barroso 1983 fanden cytochemische Hinweise auf Bildung von Phytoalexinen (Phenolen wie Orchinol, Hirzinol und Loroglossol) zu Beginn der Besiedelung und Phenoloxidasen in den Hyphen, was auf eine parasitäre Interaktion verweisen würde. Die Vorgänge, die zum Absterben der Hyphen führen, sind unzureichend geklärt, haben aber zu der Spekulation geführt, dass Orchideen ihre Mykorrhizapilze „verdauen“, um an Nährstoffe zu gelangen (Rasmussen & Rasmussen 2009). Die beobachteten Strukturen bestätigen diese These nicht.

Abb. 7.2.19 a Rindenzellen Rz mit aktiven und degenerierten Hyphen dHy, lappigem Kern K im dichten Cytosol; unbesiedelte Zelle mit schmalem Plasmasaum und Stärke haltigen Plastiden P; b Elektronenmikroskopische Aufnahme von aktiven Hyphen in Masse von degenerierten, in Zellwandmaterial eingeschlossenen Hyphenwänden. Hyphe mit Rückzugssepten (Pfeile), langen Mitochondrien Mt und vielen Glycogengrana G sowie Lipiden L, V kleine Vakuole

Die Ultrastruktur aktiver Hyphen spricht für einen aktiven Nährstoffaustausch und eine Kohlenhydrataufnahme der Pilze samt Speicherung als Glycogen. Aktive Hyphen beobachtet man auch zwischen den Klumpen abgestorbener und in Zellwandmaterial eingeschlossener Hyphen (Abbildung 7.2.19 b). Sie weisen Rückzugssepten auf, was darauf hinweist, dass Cytosol aus alternden Hyphenabschnitten zurückgezogen und in wachsende Hyphen verlagert wird, ein bei Pilzen übliches Wachstum. Der Einschluss der toten Hyphenwände in Zellwandmaterial erfordert erhebliche Mengen an Kohlenhydraten, die von der Pflanze geliefert werden müssen. Es würde wenig Sinn machen, Pilze zu „verdauen“, um sie mit diesem Material zu umgeben. Die physiologischen Nachweise des Nährstoffaustausches wurden bereits besprochen (Kapitel "Die Regelung des Nährstoffaustauschs").

Im Unterschied zu anderen Pflanzen werden bei den Orchideen bereits die chlorophyllfreien Keimlinge (Protocorme) mykorrhiziert. Die Hyphen bilden die gleiche Art von Knäuel in den Protocormen wie in den Wurzeln. Auch die Alterungsvorgänge der Hyphenknäuel entsprechen denen in der Wurzel. Diese Erkenntnisse gehen auf umfangreiche und sehr genaue, experimentelle und mikroskopische Untersuchungen von Bernard 1909 und Burgeff 1936 zurück. Strukturen und Abläufe entsprechen der Aneuroiden Mykorrhiza und sind unabhängig von den jeweiligen Mykorrhizapilzen, Sebacinales, Tulasnellaceae, Ceratobasidiaceae, Atractiellomycetes oder Ektomykorrhiza bildende Agaricomycetes in gleicher Weise ausgebildet.

Die Ericoide Mykorrhiza[Bearbeiten]

Abb. 7.2.20 Haarwurzel mit anhaftenden Hyphen

Die ericoide Mykorrhiza wird von Rhizoscyphus ericae aggr. (Wurzelbecherlinge; Ascomycota) und Serendipita spp. (Sebacinales, Basidiomycota) mit den Haarwurzeln von Heidekrautgewächsen (Ericaceae i. e. S.; Abbildung 7.1.1) gebildet (Peterson et al. 1980; Duddridge & Read 1982). Mykorrhizierte Haarwurzeln kann man äußerlich an einem lockeren Netz dunkelbrauner (Rhizoscyphus), seltener farbloser (Serendipita), ca. 2 µm dicker, septierter Hyphen erkennen (Abbildung 7.2.20).

Die Oberfläche junger Haarwurzeln ist von dickem Mucigel bedeckt. Der Schleim an der Wurzeloberfläche enthält als Hauptbestandteile Mannose, Xylose, Arabinose und Rhamnose, aber keine Fucose oder Polygalacturonsäure. 1,4-Glucane bilden den unlöslichen Teil des Mucigels. An der Hyphenoberfläche von Rhizoscyphus ericae wird ebenfalls eine schleimige Hülle ausgebildet, die während der Anheftung eine noch nicht geklärte Funktion hat und nach dem Eindringen der Hyphen verschwindet (Gianinazzi-Pearson et al. 1986; Perotto et al. 1995). Man vermutet eine Anheftungshilfe wie bei Bakterien, da Mannose bindende Lektine an der Hyphenoberfläche nachgewiesen wurden. Für Serendipita liegen noch keine Untersuchungen zur Anheftung vor.

Die Hyphen lösen die verdickte äußere Zellwand lokal auf und dringen mit verengtem Lumen in die lebenden Zellen der Epidermis ein, wobei ein Septum (Querwand) angelegt wird. Beim Eindringen der Hyphen wächst häufig die Zellwand kragenartig mit. Jede Zelle wird von außen extra besiedelt.

Abb. 7.2.21 Ericoide Mykorrhiza von Calluna vulgaris (Heidekraut) und Serendipita sp.; elektronenmikroskopische Aufnahmen, a Übersicht; b vergrößerter Ausschnitt, lappiger Kern, Hyphen von perihyphaler Membran umgeben, vital, Cytosol der Pflanze degenerierend; c vitale Hyphen in toter Epidermiszelle. Ep Epidermis, Hy Hyphe, K Kern, Dp Doliporus, Zz Zentralzylinder


In den Epidermiszellen bilden die Mykorrhizapilze dichte Schlingen gleichmäßig dicker Hyphen, die von der perihyphalen Membran begleitet werden (Abbildung 7.2.21). Der Kern besiedelter Zellen erweitert sich lappenartig und wandert in die Zellmitte. Cytosol und Organelle werden vermehrt, die Vakuole verkleinert. Die ericoide Mykorrhiza ist damit, wie die Orchideenmykorrhiza, eine Endomykorrhiza von sehr einfacher Struktur und den typischen Merkmalen einer mutualistischen Interaktion. Der Alterungsprozess dieser Mykorrhizaform verläuft ähnlich wie in der Jungermannioiden Mykorrhiza. Die Wurzelzellen sterben ab, während sie noch von aktiven Hyphen besiedelt sind.

Eine sehr ähnliche Mykorrhizaform wurde in epiphytischen, tropischen Farnen gefunden (Schmid et al. 1995a; Kottke et al. 2008). Septierte Hyphen dringen in die Wurzelhaare und die lebenden Rindenzellen der Farnwurzeln ein und bilden Knäuel aus 1 µm dünnen Hyphen.

Die Ektomykorrhiza[Bearbeiten]

Abb. 7.2.22 Ektomykorrhizen in Kultur

Ektomykorrhizen (ECM) werden an Kurzwurzeln ausdauernder, fast ausschließlich holziger Pflanzen gebildet (Abbildung 7.2.22). Die Bezeichnung verweist darauf, dass die Hyphen nur zwischen aber nicht in die Wurzelzellen eindringen. Die Mykorrhizapilze gehören weit überwiegend zu den Agaricomycetes und Pezzizomycetes, wenige zu den Endogonales (Kapitel "Die Mykorrhizapilze"). Ein weiterer, grundlegender Unterschied zu allen bisher besprochenen Mykorrhizaformen ist die Besiedelung einer ganzen Kurzwurzel oder sogar verzweigter Kurzwurzelsysteme durch nur jeweils einen Mykorrhizapilz (Abbildung 7.2.23). Viele Mykorrhizapilze stimulieren die Anlage von Kurzwurzeln und mykorrhizieren dann die dicht verzweigten Systeme (Burgess et al. 1996). Andere Mykorrhizapilze bewirken ein unregelmäßiges Wachstum der Kurzwurzeln. Mykorrhizapilze unterdrücken auch die Anlage von Wurzelhaaren. Ektomykorrhizen sind als solche also bereits mit einer Lupe zu erkennen (Abbildung 7.2.23).

Abb. 7.2.23 Ektomykorrhizen von Buche

An den Ektomykorrhizen lassen sich drei Strukturelemente unterscheiden, der Hyphenmantel, die vom Mantel in den Boden gehenden Hyphen bzw. Hyphenstränge (Rhizomorphen) und das Hartigsche Netz als Schicht interzellulärer Hyphen in der Wurzelrinde. Der Hyphenmantel schützt die Wurzel vor pathogenen Pilzen, gegen Austrocknung und Frost. Er dient auch der Speicherung von Nährstoffen und dem Ausfiltern toxischer Metalle. Die abgehenden Hyphen dienen der Aufnahme von Nährstoffen und Wasser, das Hartigsche Netz dem Nährstoffaustausch zwischen Pilz und Wurzel.

Die Struktur der Hyphenmäntel und der abgehenden Hyphen sind pilzart-typisch und damit sehr unterschiedlich entwickelt und werden zur Unterscheidung der Mykorrhizapilze verwendet (Abbildung 7.2.23) (Haug & Oberwinkler 1987; Agerer 1991, Agerer 1995, Agerer 1987-2012 und viele weitere Arbeiten). Viele Pilze bilden als Hyphenmantel ein Plectenchym, unregelmäßig verflochtene Hyphen aus (Prosenchym), andere bilden differenzierte Pseudoparenchyme (Synenchyme), die an der Oberfläche pilzart-typische Cystiden tragen können. Auch die für Milchlinge typischen Lactiferen (Milchröhren) sind im Hyphenmantel zu finden. Teilweise ist der Hyphenmantel aber so dünn, dass die darunterliegende Rindenschicht durchscheint und so die Mykorrhizierung erst in einem Schnitt zu erkennen ist. Auch die vom Mantel abgehenden Hyphen sind sehr unterschiedlich in Menge und Aussehen und teilweise zu arttypisch geformten Hyphensträngen (Rhizomorphen) zusammengelagert, die viele cm in den Boden ausstrahlen können.

Ist der Pilzpartner nicht bekannt, wird ein künstlicher Name vergeben, der auf Vorschlag von R. Agerer aus der Baumart, einem angehängten „rhiza“ für Wurzel und einem Wort mit typischen Merkmalen besteht: z. B. Piceirhiza bicolorata (eine zweifärbige Mykorrhiza an Fichte/Picea). Sind Baum und Pilz bekannt, wird ein Doppelname vergeben, der sich aus den Artnamen der beiden zusammensetzt, z. B. Eucalyptus globulus-Pisolithus tinctorius. Auf solchen „Morphotypen“ basieren zahlreiche ältere ökologische Arbeiten (z. B. Haug et al. 1986; Wöllecke et al. 1999). Die Unterscheidung der Ektomykorrhizen nach morphologischen und anatomischen Merkmalen ist nach wie vor hilfreich bei der Untersuchung umfangreichen Feldmaterials, z. B. zum Vorsortieren für anschließende molekular-phylogenetische Diagnosen. Die Unterscheidung nach anatomischen Merkmalen stößt aber an Grenzen und wird heute durch molekular-phylogenetische Daten ergänzt oder ersetzt (z. B. Haug et al. 2005).

Abb. 7.2.24 Hartigsches Netz

Das Hartigsche Netz ist bei allen ECM sehr ähnlich strukturiert, was sich aus seiner für alle ECM geltenden Funktion beim Nährstoffaustausch erklärt (Kottke & Oberwinkler 1986, Berndt et al. 1990; Scheidegger & Brunner 1993). Erst 100 Jahre nach der Entdeckung der Ektomykorrhiza ist die zelluläre Struktur des Hartigschen Netzes richtig erkannt und in einem Blockbild das Wesentliche korrekt dargestellt worden (Blasius et al. 1986). Das Blockbild wurde in zahlreiche andere Veröffentlichungen übernommen (z. B. Smith & Read 2008), kann hier aus urheberrechtlichen Gründen aber nicht gezeigt werden.

Das Hartigsche Netz wird von proximal nach distal und von außen nach innen kontinuierlich angelegt, also nicht von der Wurzelspitze her und nicht unabhängig an einzelnen Rindenzellen. Ein Längsschnitt zeigt, dass fingerförmig verzweigte, sehr feine Hyphen dicht gedrängt von der Wurzeloberfläche aus zwischen die Zellwände lebender Rindenzellen eindringen (Abbildung 7.2.24). Bei Nadelbäumen, wie in unserem Beispiel, dringen die Hyphen bis an die Endodermis vor, bei Blütenpflanzen mit der Ausbildung einer suberinisierten Exodermis nur bis zu dieser, also nur eine Zellschicht tief (epidermoides Hartig Netz). Die Hyphenfronten ummanteln die Zellen und bilden, solange die Rindenzellen vital sind, eine einschichtige, geschlossene Lage um die Rindenzellen. In Querschnitten ist eine netzartige Struktur zu sehen, die lange Zeit als septierte Hyphen gedeutet wurde. Es handelt sich aber um quer geschnittene, dicht nebeneinander liegende Hyphen. Die Hyphen des aktiven HN enthalten dichtes Cytosol, zahlreiche, langgestreckte Mitochondrien und viel rER, das sich in Richtung des Hyphenwachstums erstreckt und nur sehr wenige, kleine Vakuolen. Der Hyphen-Durchmesser beträgt an den Endverzweigungen nur 0.5 µm, die Hyphenwände sind sehr dünn und lagern den Rindenzellwänden eng an (Abbildung 3.3.3). Da an den Hyphenverzweigungen keine Septen eingezogen werden, entstehen coenocytische, vielkernige Hyphensschläuche. Die Hyphen stellen daher kanalartige Strukturen dar, die den symplastischen Transport von Nährelementen zentripetal und zentrifugal erleichtern (Kottke & Oberwinkler 1987, Kottke & Oberwinkler 1989).

Sämlinge werden i. d. R. von Myzel aus dem Boden mykorrhiziert, nach einer Ruheperiode austreibende Seitenwurzeln auch vom Myzel der Trägerwurzel. Die Bedeutung von Sporen für die Mykorrhizierung ist wenig geklärt und zwischen den Arten unterschiedlich (Nara 2009). Die Keimung der Sporen erfolgt nur nach Stimulation durch Wurzelexudate, wobei auch hier Flavonoide wirken. Bei Basidiomycota muss zunächst ein zweikerniges (dikaryotisches) Myzel von zwei kompatiblen, keimenden Sporen gebildet werden, was die Chancen der Mykorrhizierung durch Sporen verringert. Monokaryotische Myzelien von Basidiomycota bilden nur ausnahmsweise Ektomykorrhizen. Das weitere Hyphenwachstum wird wie das von Glomeromycota durch Flavonoide stimuliert. Das Flavonoid Rutin von Eucalyptus globulus ssp. bicostata stimuliert das Hyphenwachstum des Erbsenstreulings, Pisolithus tinctorius aber keine anderen Pilze, sodass hier sogar eine spezifische Förderung vorliegen könnte (Lagrange et al. 2001).

Abb. 7.2.25 Oberfläche von Kurzwurzel und Langwurzel

Die Mykorrhizierung beginnt mit der Anheftung der Hyphen an die hydrophobe Oberfläche der Kurzwurzel (Martin et al. 1999; Kottke 2004). Die hydrophobe Oberfläche wird nur an Kurzwurzeln durch Reste der Wurzelhaubenzellen gebildet, deren innerste, suberinisierte Zellwandschicht fest mit der Rindenzellwand verbunden bleibt (Abbildung 7.1.4). Die Hyphen bilden ein Haftkissen aus, in dem sich cysteinhaltige Proteine nachweisen lassen (Kottke 1997). Derartige Proteine sind in Hydrophobinen enthalten, Proteine, die u. a. für den Zusammenhalt von Hyphen in Fruchtkörpern und in Flechten dienen, aber auch für deren Luftdurchlässigkeit sorgen (Wessels 1997; Kershaw & Talbot 1998; Dyer 2002). Hydrophobine sind Cystein enthaltende, rein pilzliche Zellwandproteine, die an der Hyphenspitze ausgeschieden werden und anschließend eine monomere, hydrophobe Lage auf der Oberfläche der Hyphen und Pilzsporen bilden (Wösten et al. 1994). Mit Hilfe dieser hydrophoben Auflagerung können die Hyphen an hydrophobe Oberflächen binden, wie an die genannte der Kurzwurzeln (Kottke 2004).

An Langwurzeln fehlt diese suberinisierte Auflage und die Hyphen wachsen entlang der Oberfläche ohne Anheftung und ohne einzudringen (Abbildung 7.2.25). Die Produktion der Hydrophobine ist zu Beginn der Mykorrhizierung deutlich erhöht, und es gibt Hydrophobine, die speziell bei die Mykorrhizaentwicklung gebildet werden (Tagu et al. 2001; Plett et al. 2012; Sammer et al. 2016). Auch Lektine der Mykorrhizapilze, die teilweise nur an die Wurzelhaare und Wurzelspitzen der spezifischen Wirtsbäume binden, spielen eine Rolle bei der Anheftung (Guillot & Konska 1997; Le Quéré et al. 2005).

Die Hyphen lösen die Suberinschicht an, trennen sie von der Zellwand der Wurzelrinde und kommen so in direkten Kontakt mit den lebenden Wurzelzellen (Kottke 2004). Ob hierbei Cutinasen wirken und Cutinmonomere eine Signalfunktion haben, ist noch nicht bekannt. Für die arbuskuläre Mykorrhiza wurde eine Signalfunktion von Cutinmonomeren gezeigt (Wang et mult. 2012). Nach Kontakt mit den lebenden Zellen der Wurzeloberfläche (Epidermis, Rindenzellen) verzweigen sich die Hyphen fingerartig und dringen dann in der oben beschriebenen Weise als handförmige Front zwischen die Rindenzellen ein, gleichzeitig rund um die Wurzel (Kottke 2004). Die verstärkte Verzweigung der Hyphen erfolgt nur im engen Kontakt zur Wurzeloberfläche nicht im Kontakt mit Wurzelhaaren oder an der Oberfläche von Langwurzeln (Abbildung 7.2.25) (Brunner & Scheidegger 1992).

Das Eindringen der Hyphen zwischen die Rindenzellen scheint überwiegend mechanisch zu verlaufen (Abbildung 7.2.25). Immunomarkierungen zeigen keine Abnahme der Pektine im HN, d. h. die Mittellamelle wird nicht enzymatisch angegriffen (Kottke 2004). Eventuell wird Glycogen in Zucker oder Zuckeralkohol, z. B Arabitol umgewandelt, um den Turgor in der Hyphe zu erhöhen, um die Zellwände auseinander zu drängen. Expansin verursacht flexiblere Zellwände und erleichtert damit das Eindringen (Martin et mult. 2008). Auch eine deutliche Abnahme von Ferulasäure, die die Zellwandfibrillen vernetzt, wurde festgestellt (Münzenberger et al. 1990; Münzenberger et al. 1995).

Hier soll noch auf das besondere Wachstum der Hyphen im HN aufmerksam gemacht werden. Auf einer Oberfläche ( z. B. auf Agar) breiten sich Hyphen stets radiär aus. Um eine möglichst große Oberfläche zu bedecken und sich nicht gegenseitig Konkurrenz bei der Nahrungsaufnahme zu machen, zeigen die Hyphen einen "negativen Autotropismus", d.h. Seitenäste wachsen von der Trägerhyphe weg. Die Wachstumsgeschwindigkeit von Haupt- und Seitenhyphen ist etwa gleich, was zu einer monopodialen Wuchsform des Myzels führt. Die Hyphen sind außerdem regelmäßig septiert und die Seitenäste werden durch Septen abgetrennt. Im HN dagegen wachsen die Seitenäste rascher als der Leitast, legen sich dicht aneinander, verlieren also den negativen Autotropismus, ebenso die regelmäßige Septenbildung. Berechnungen des Oberflächen zu Volumenverhältnisses der Hyphen zeigen, dass ihre Aufnahmefähigkeit durch die enge Lagerung vermindert, jedoch die Austauschoberfläche mit der Wurzel vergrößert wird (Kottke & Oberwinkler 1989; Kottke et al. 1996).

Abb. 7.2.26 Vitalfluoreszenz einer Ektomykorhriza

Der Hyphenmantel entwickelt sich, sobald über das Hartigsche Netz eine gute Zuckerversorgung der Hyphen erreicht wird. Er nimmt entsprechend der Mykorrhizaentwicklung sukzessiv von proximal nach distal an Dicke und Differenzierung zu. Die Rindenzellen sterben kontinuierlich von außen nach innen und von der Basis zur Wurzelspitze ab, wenn die Hyphen des Hartigschen Netzes bis zur Endodermis vordringen (Nadelbäume), denn die Rindenzellen werden aus dem Verband getrennt. In Folge lockert sich das Hartig Netz und ein Nährstoffaustausch zwischen toten Rindenzellen und Hyphen findet nicht mehr statt. An einem Längsschnitt durch eine ECM kann man daher unterschiedliche Altersstadien beobachten. Während distal noch ein aktives, dichtes HN vorliegt, erscheint es proximal außen aufgelockert, oft mehrschichtig zwischen toten Rindenzellen. Nur nahe der Endodermis bleiben die Hyphen auch später eng gelagert und gewährleisten so weiterhin den Nährstoffaustausch. Bei Laubbäumen, wie dem häufig experimentell verwendeten Eucalyptus, bleibt das HN auf die äußere Rindenschicht beschränkt.

Abb. 7.2.27 Aktivität von Ektomykorrhizen im Bodenprofil von Fichtenflächen +++ aktiv, wachsend, ++ aktiv, ruhend, +/- absterbend, - abgestorben

Auch der Hyphenmantel altert entsprechend, ohne dass dies äußerlich gleich erkennbar wird. Die Vitalitätsstadien der Mykorrhizen lassen sich aber an Längsschnitten der Mykorrhizen mit Hilfe der Vitalfluorochromierung von Fluoresceindiacetat (FDA) unter UV-Licht im Mikroskop sichtbar machen (Abbildung 7.2.26; Ritter et al. 1986). Obwohl relativ arbeitsaufwendig, können so Diagnosen zum Zustand der Mykorrhizen unterschiedlicher Pilzpartner in Waldböden erstellt werden (Kottke et al. 1993; Qian et al. 1998b). Berücksichtigt werden Vitalfluoreszenz von Hyphenmantel und Hartigschem Netz sowie Wachstumsphasen. Es zeigt sich eine deutliche Abhängigkeit der Aktivität der Ektomykorrhizen von den Bodenverhältnissen und der jeweiligen Nährstoff-Verfügbarkeit. Im leicht sauren Fichtenwald liegt die höchste Aktivität im humosen Oberboden (AH), durch künstliche Versauerung wurde sie in den oberen Bodenhorizonten deutlich vermindert, durch Kalkung dagegen gesteigert (Abbildung 7.2.27).

Abb. 7.2.28 Anlage neuer Mykorrhizen

Da Mykorrhizen also nur eine begrenzte Lebenszeit haben, müssen laufend Kurzwurzeln neu gebildet und mykorrhiziert werden. Dabei wird der Hyphenmantel i. d. R. nicht durchbrochen, sondern wächst kontinuierlich mit und das Hartigsche Netz entwickelt sich gleichzeitig aus den innersten Mantelschichten (Abbildung 7.2.28) (Kottke & Oberwinkler 1986). Nur beim ersten Wurzelaustrieb im zeitigen Frühjahr kann der Hyphenmantel kurzfristig durchbrochen werden. Am natürlichen Standort sind demnach die Kurzwurzeln zu nahe 100 % mykorrhiziert. Während der Vegetationsruhe stirbt ein Teil der Mykorrhizen ab, ein Teil geht in ein Ruhestadium über (Abbildung 7.1.5), um bei günstigen Bedingungen wieder auszutreiben.

Die Ektomykorrhiza ist die vorherrschende Mykorrhizaform des Jahreszeitenklimas. Eine jahreszeitliche Dynamik der Anlage von Ektomykorrhizen ist daher zwingend erforderlich. Im Herbst werden in den Wäldern des Jahreszeitenklimas 250 - 500 % mehr Kohlenhydrate an die Myzelien geliefert als im Juni (Högberg et mult. 2010), gleichzeitig und dadurch bedingt steigt die Anlage neuer Mykorrhizen signifikant an (Kottke & Agerer 1983; Kottke & Wöllmer 1995). Auch die Masse der Fruchtkörper der Mykorrhizapilze entwickelt sich unter diesen Bedingungen, vorausgesetzt es ist ausreichend feucht. In den Wurzeln werden Kohlenhydrate in Form von Stärke gespeichert, in den Hyphen Glycogen und Phosphat. Im Frühjahr dienen die Reserven dem Neuaustrieb der Mykorrhizen, der noch vor dem Blattaustrieb erfolgt.

Die Ektomykorrhiza ist sowohl in ihrer zellulären Organisation als auch in ihrem ökologisch - dynamischen Verhalten und bezüglich der außerordentlich großen Zahl an Mykorrhizapilze (>7000) gegenüber allen anderen Mykorrhizaformen einzigartig effizient und daher eine wesentliche Voraussetzung für die Entwicklung sehr produktiver Baumbestände, wie Wälder aus Fichten, Kiefern, Lärchen, Tannen, Douglasien, Eucalyptus, Drehfruchtbäumen, Eichen und Buchen. [[]]

Ektendomykorrhizen[Bearbeiten]

Arbutoide, Cavendishioide und Monotropoide Mykorrhiza[Bearbeiten]

Abb. 7.2.28

Ektendomykorrhizen bilden einen Hyphenmantel, ein einschichtiges Hartigsches Netz und intrazelluläre Hyphenknäuel in der Epidermis. Sie sind mehrfach, unabhängig im Pflanzenreich entstanden. In der Familie Ericaceae finden sich drei verschiedene Ektendomykorrhizen (Abbildung 6.4.3). Die Arbutoide Mykorrhiza von Arbutus (Erdbeerbaum), Arctostaphylos (Bärentraube) und Pyrola (Wintergrün) ähnelt Ektomykorrhizen mit einer mehrschichtigen Wurzelrinde, einem ausgeprägten Hyphenmantel und den gleichen Mykorrhizapilzen, unterscheidet sich aber durch intrazelluläre Hyphenknäuel (Abbildung 7.2.28) (Fusconi & Bonfante-Fasolo 1984; Münzenberger et al. 1992; Robertson & Robertson 1985; Massicotte et al. 2008). Ein weiteres Eindringen des Hartigschen Netzes wird durch eine suberinisierte Exodermis (Hypodermis) verhindert. Auffallend ist auch die nur bei diesem Mykorrhizatyp beobachtete geweihförmige Verzweigung der Mykorrhizen (Abbildung 7.2.29).

Abb. 7.2.29
Abb. 7.2.30


Im Gegensatz zur Arbutoiden Mykorrhiza leitet sich die Cavendishioide Mykorrhiza der Andinen Vaccinieae strukturell und phylogenetisch von der Ericoiden Mykorrhiza ab (Abbildung 6.4.3) (Setaro et al. 2006a; Setaro et al. 2006b). Es handelt sich um verkürzte Haarwurzeln (Abbildung 7.2.29) mit nur einer Rindenschicht oder Epidermis, in der Hyphenknäuel gebildet, sowie ein epidermoides Hartig Netz und ein relativ dünner Hyphenmatel angelegt werden (Abbildung 7.2.30). Die Cavendishioide Mykorrhiza wird von Serendipita spp. (Sebacinales) und Rhizoscyphus cf. ericae gebildet.

Die zelluläre Interaktion ist aber in der Arbutoiden und der Cavendishioiden Mykorrhiza ähnlich (Abbildung 7.2.30). Die Hyphen bilden lockere, selten verzweigte Schlingen in lebenden Epidermiszellen und werden von der perihyphalen Membran umgeben. Die Epidermiszellen altern und lagern Phenole ein, während die Hyphen noch länger vital bleiben.

Abb. 7.2.31

Die Monotropoide Mykorrhiza der chlorophyllfreien Fichtenspargelgewächse (Monotropoideae) kann als Sonderfall der arbutoiden Mykorrhiza gesehen werden (Robertson & Robertson 1982). Die Pflanzen haben ein koralloides Wurzelsystem, das eng verzahnt ist mit den Ektomykorrhizen des ernährenden Baumes. Ein dichtes Hyphengeflecht umgibt beide. Die Monotropoide Mykorrhiza hat einen dicken Hyphenmantel und ein gut entwickeltes Hartigsches Netz um die Epidermis. Vom Hyphenmantel aus wachsen Hyphen in Form von Senkern in die Epidermiszellen ein, je ein Senker pro Zelle. Die Hyphen bleiben von der Zellwand umschlossen, die mitwächst und noch zusätzliche, geweihförmige Auswüchse bildet (Abbildung 7.2.31). Dadurch entsteht eine vergrößerte Austauschoberfläche an der perihyphalen Membran. Zur Blütezeit durchbricht aber die Hyphe den Senker an der Spitze, platzt auf und der Inhalt der Hyphe ergießt sich ins Cytoplasma der Epidermiszelle unter Bildung von sackartigen Membranen. Anschließend sterben die Mykorrhizen und kurz darauf die Pflanzen ab. Die Vorgänge sind nicht genauer aufgeklärt, werden aber als parasitäre Phase der Pflanze betrachtet.

Andere Ektendomykorrhizen[Bearbeiten]

Vereinzelt wurden Ektendomykorrhizen bei anderen Pflanzengruppen als den Ericaceae beschrieben, so an Picea banksiana mit dem Ascomyceten Wilcoxina mikolae (Scales & Peterson 1991a) und an der Cistrose (Cistus incanus) mit dem Wüstentrüffel (Terfezia spp.; Dexheimer et al. 1985). Zaretsky et al. 2006 fanden erste Hinweise auf eine unterschiedliche genetische Steuerung für intrazelluläre oder extrazelluläre Besiedelung bei den genannten Ektendomykorrhizen von Cistus incanus.

Eine besondere Mykorrhiza, die man auch hier einordnen kann, wird von Leucoscypha leucotricha (Pezzizales) in den Ektomykorrhizen von Täublingen und Milchlingen an Buche gebildet (Brand 1992). Der Ascomycet wächst durch den Hyphenmantel und das Hartigsche Netz und bildet Senker in den Rindenzellen aus, die nicht von der Zellwand umgeben sind. Diese Mykorrhizaform ist in Buchenwäldern häufig und besonders auffällig an den dadurch stark vergrößerten Mykorrhizen von Lactarius subdulcis. An diesen Mykorrhizen wurden zahlreiche physiologische Untersuchungen durch J. L. Harley und Mitarbeiter durchgeführt, noch ohne Kenntnis des beteiligten Ascomyceten. Ähnliche Ektendoformen wurden bei weiteren Buchenmykorrhizen anderer Lactarius und Russula Arten gefunden. Gomphidius tritt nur in Begleitung von Suillus auf und dringt in die Rindenzellen der von Letzterem gebildeten Mykorrhizen ein (Brand 1992).



Weitere Organismengruppen[Bearbeiten]

Knöllchenbakterien[Bearbeiten]

Luftstickstoff (N2) assimilierende, knöllchenartige Seitenwurzeln bildende Bakterien kommen an den Wurzeln von zehn Familien der Blütenpflanzen vor, die alle zur Ordnung Rosidae (Rosengewächse i. w. S.) gehören. Sie haben einen großen Einfluss auf die Stickstoffversorgung der Pflanzen, darunter vieler Nutzpflanzen wie Schmetterlingsblütler (Leguminosen) oder Erle. Man unterscheidet die Actinorhiza Symbiose von der Leguminosen-Rhizobium Symbiose (Pawlowski & Sprent 2008). Die Actinorhiza Symbiose wird von Frankia (Gram-positive Actinobakterien) vornehmlich mit Bäumen oder Sträuchern gebildet, wobei knöllchenförmige Seitenwurzeln im Pericykel der Trägerwurzel angelegt werden. Fertige actinorhize Wurzeln sind coralloid aus vielen Knöllchen zusammengesetzt, die jeweils aus veränderten Seitenwurzeln bestehen und in einer erweiterten Rindenschicht die Bakterien enthalten.

In der Leguminosen-Rhizobium Symbiose bilden Gram-negative Rhizobium-Verwandte die Symbionten und regen in der Wurzelrinde die Bildung von Spross ähnlichen Auswüchsen an, mit peripherem Leitgewebe und Besiedelung der zentralen Schichten. Es entstehen so auffallende, unterschiedlich geformte Knöllchen. Die Besiedelung kann aber auf einzelne Zellen beschränkt bleiben und ist dann äußerlich nicht zu erkennen (Newcomb 1981; Bryan et al. 1996). Die Vorgänge während der Besiedelung und die physiologischen Abläufe der Symbiose sind gut untersucht, aber nicht Gegenstand dieser Einführung (siehe z. B. Pawlowski & Sprent 2008).

Pflanzen mit Knöllchenbakterien bilden stets auch Mykorrhizen. Die drei Partner fördern einander gegenseitig (Rose & Youngberg 1981). Eine bessere Stickstoffversorgung der Pflanzen steigert die Photosynthese und damit die Kohlenhydrat-Versorgung der Pilze und Bakterien. Eine bessere Phosphat-Versorgung liefert den Bakterien die notwendige Energie in Form von ATP, um die Assimilation des Luftstickstoffs durchzuführen. Gut mykorrhizierte Pflanzen bilden mehr und größere Knöllchen; diese haben eine höhere Nitrogenaseaktivität und fixieren mehr N2 als die Knöllchen nicht mykorrhizierter Kontrollpflanzen. Bei P-Mangel werden Knöllchen nur in AM-Pflanzen ausgebildet. Es wurde gezeigt, dass der von Frankia assimilierte Luftstickstoff an die Mykorrhizen der Erle und von da über ein gemeinsames Myzel an mykorrhizierte Kiefernsämlinge gelangen kann (Arnebrant et al. 1993), ein schönes Beispiel für die komplexen Kooperationen im Boden.

Da alle Pflanzen mit Knöllchenbakterien zur Großgruppe Rosidae gehören, geht man von einem einmaligen Erwerb der genetischen Disposition zu dieser Symbiose aus (Doyle 2011; Werner et al. 2014). Die bereits vorhandene genetische Disposition zur Symbiose mit Glomeromycota wurde dabei genutzt (Markmann & Parniske 2009). Das SymRK Gen ist z. B. sowohl für die Knöllchenbildung mit den Bakterien wie bei der Mykorrhizaentwicklung wirksam (Gherbi et al. 2008). Das Signal der Rhizobien wird Nod-Faktor genannt, das Signal der Pilze Myc-Faktor. In beiden Fällen handelt es sich um Lipochitooligosaccharide (Maillet et mult. 2011). Das Signal von Frankia ist noch nicht bekannt. Das Signal der Bakterien wird nur von Pflanzen in der Gruppe der Eurosidae über einen Rezeptor (LysM-Typ) erkannt (Op den Camp et al. 2011).

Innerhalb der Rosidae findet man die N2-fixierenden Symbionten in den vier Ordnungen Fabales, Cucurbitales, Fagales und Rosales (Pawlowski & Sprent 2008). Die Fabaceae (Schmetterlingsblütler und einige Caesalpiniaceae und Mimosaceae) sind mit Rhizobien assoziiert. Frankia bildet Knöllchen mit der Erle (Alnus, Betulaceae), der australischen Casuarina und Allocasuarina (Casuarinaceae), Myrica und Comptonia (Myricaceae), dem Sanddorn (Hippophae), Eleagnus und Shepherdia (Eleagnaceae), Ceanothus (Rhamnaceae), der Silberwurz (Dryas), Purshia, Cowania und Cerocarpus (Rosaceae), Datisca (Datiscaceae) und Coriaria (Coriariaceae).

An Erle, einigen Caesalpiniaceae, Casuarina/Allocasuarina und Dryas tritt Frankia mit Ektomykorrhizen im Verbund auf, sonst sind die Bakterien mit arbuskulärer Mykorrhiza gekoppelt. Bemerkenswert ist aber, dass Alnus, Dryas und Casuarina auch arbuskuläre Mykorrhizen bilden können, also überall die gleiche genetische Grunddisposition vorzuliegen scheint. Diese genetische Disposition wurde aber offensichtlich nicht in allen Rosidae umgesetzt, sondern ging teilweise verloren oder blieb verborgen (cryptisch), unwirksam erhalten (Pawlowski & Demchenko 2012).

Bakterien in den Hyphen der Glomeromycota und Endogonales[Bearbeiten]

Bei elektronen-mikroskopischen Untersuchungen wurden Bakterien in den Hyphen und Sporen von Glomeromycota beobachtet und zunächst als „bacterium-like organelles“ (BLOs) beschrieben (MacDonald et al. 1982). Inzwischen wurden zwei unterschiedliche Gruppen von Bakterien als weit verbreitet nachgewiesen. Zum Einen handelt es sich um rundliche (coccoide), Gram-positive Endobakterien aus der Verwandtschaft um Mollicutes, zum Anderen um stäbchen-förmige, Gram-negative, β-Proteobakterien, aus der Verwandtschaft von Burkholderia (Pseudomonaden; Bianciotto et al. 2003).

Die Gram-positiven, coccoiden Endobakterien aus der Verwandtschaft um Mollicutes werden auch als MRE Bakterien (Mollicutes related endobacteria) bezeichnet. Sie sind eine eigene, monophyletische Bakteriengruppe innerhalb der Mollicutes Bakterien. Die Bakterien sind in den Hyphen von einer auffallenden, Gram-positiven Wand umgeben und leben im Cytosol der Pilze. Eine pilzliche Zellmembran um die Bakterien fehlt, was eine ungewöhnliche Erscheinung bei intrazellulären Bakterien darstellt. Mollicutes selbst sind zellwandfreie Bakterien und bilden eine Schwestergruppe zu Mycoplasmen und Entomoplasmen, die parasitisch oder symbiotisch leben. MRE wurden in Ambisporaceae, Geosiphonaceae, Glomus Gruppe A und B, Diversisporaceae, Gigasporaceae und Acaulosporaceae weltweit nachgewiesen (Naumann et al. 2010). Sie fehlen aber dem Modellpilz der Mykorrhizaforschung Glomus intraradices = Rhizophagus irregularis DAOM197198.

Die Divergenz der 16S rDNA zwischen einzelnen Isolaten der Bakterien, von denen verschiedene in einer Spore der Glomeromycota vorkommen können, ist bemerkenswert hoch (bis 20%). Die Bakterien wurden bisher nicht überzeugend als frei lebend nachgewiesen und sind demnach obligate Symbionten, die vertikal über die vegetativen Sporen weitergegeben werden (Bianciotto et al. 2004). Darauf deutet auch das reduzierte Genom mit Hinweisen auf metabolische Abhängigkeit vom Wirt sowie nachgewiesener, horizontaler Gentransfer vom Pilz in das Bakterium (Naito et al. 2015; Torres-Cortés et al. 2015). Ein den Pilz fördernder Beitrag der MRE ist bisher nicht bekannt.

Die stäbchenförmigen, Gram-negativen, β-Proteobakterien aus der Verwandtschaft von Burkholderia (Pseudomonaden) wurden Candidatus Glomeribacter gigasporarum benannt. Diees Bakterien wurden nur in Sporen und Myzel von Gigaspora margarita, Gigaspora decipiens, Scutellospora persica und Scutellospora castanea gefunden (Bianciotto et al. 2003). In den Sporen von Gigaspora margarita kommen demnach beide Bakteriengruppen nebeneinander vor (Desirò et mult. 2014). Candidatus Glomeribacter gigasporarum wird in den Hyphen von einer Pilzmembran umschlossen. Diese Endobakterien konnten isoliert werden, lassen sich aber auf künstlichen Nährmedien nicht vermehren. Neben Gigasporaceae Isolaten mit von Bakterien besiedelten Sporen finden sich auch zahlreiche Isolate ohne Bakterien in den Sporen (Mondo et al. 2012). Das ist bemerkenswert, weil die Bakterien die Sporenkeimung und das präsymbiotische Myzelwachstum stimulieren, wobei sie den Lipid-Metabolismus beeinflussen (Salvioli et al. 2010). Myzelien, die ohne Endobakterien kultiviert werden, zeigen Veränderungen in der Struktur der Sporen und verlangsamtes Hyphenwachstums, behalten aber die Fähigkeit zur Mykorrhizabildung bei (Lumini et al. 2007).

Die Sequenzierung des Genoms von Candidatus Glomeribacter gigasporarum deutet an, dass sowohl Kohlenhydrate als auch Phosphat und Stickstoffverbindungen aus dem Pilz bezogen werden, dafür Vitamin B12 und Antibiotika synthetisiert und eventuell auch vom Pilz genutzt werden (Ghignone et al. 2012). Die Bakterien stimulieren Atmung, Energiehaushalt und Wachstum der Hyphen (Vannini et mult. 2016). Der Nachweis eines nif-Gens, welches auf N2- Assimilation der Bakterien hinweisen würde, konnte bisher an den isolierten Bakterien nicht bestätigt werden (Minerdi et al. 2001; Jargeat et al. 2004).

Sporen von Scutellospora sind bereits aus dem Unterdevon bekannt (Dotzler et al. 2006). Modellrechnungen auf molekular-phylogenetischer Grundlage zeigen nun, dass diese Bakterien bereits mit diesen Pilzen vor ca. 400 Millionen Jahren assoziiert waren und sich mit ihnen gemeinsam weiter entwickelt haben (Co-Speziation), wobei durchaus ein Wirtswechsel innerhalb der Gigasporaceae erfolgen konnte (Mondo et al. 2012).

Burholderia Endosymbionten kommen auch in den Hyphen der Mucoromycotina vor. In Rhizopus microsporus, einem saprophytischen Pilz, wurden symbiotische Bukholderia Endobakterien nachgewiesen, die eine signifikante, genetisch bedingte Veränderung im Lipid-Stoffwechsel bewirken (Lastovetsky et mult. 2016). Isolate von Rhizopus microsporus, die keine Bakterien enthalten werden hingegen von Burkholderia gehemmt. MRE Bakterien wurden auch in den Fruchtkörpern von Endogonales gefunden (Desirò et al. 2015).

Bakterien in der Mykorrhizosphäre[Bearbeiten]

Die Kontaktzone zwischen Mykorrhizen und Boden bezeichnet man als "Mykorrhizosphäre" entsprechend der "Rhizospäre" von Wurzeln. Im engeren Sinn versteht man darunter die Bodenteilchen, die man von einer Mykorrhiza abschütteln kann und unterscheidet davon noch die "Mykorrhizoplane" (entsprechend der Rhizoplane), als die Oberfläche der Mykorrhiza bzw. Wurzel. Häufig wird aber nicht so genau unterschieden. Das Zusammenleben von Mykorrhizen mit Bakterien auf der Mykorrhizoplane und in der Mykorrhizosphäre ist nicht genetisch verankert, aber dennoch effektiv. Insbesondere Pseudomanaden aber auch andere im natürlichen Boden vorhandene Bakterien beeinflussen die Mykorrhizaentwicklung positiv, wie zahlreiche Untersuchungen gezeigt haben (Bonfante & Anca 2009). Sie werden daher auch Helferbakterien genannt (MHB, mycorrhizal helper bacteria, Duponnois & Garbaye 1991; Frey-Klett et al. 2007).

Mykorrhizen ihrerseits stimulieren Bakterien, die Phosphat aus Verbindungen lösen können, Stickstoff assimilieren und die Abwehr gegen pathogene Bodenpilze steigern (Barea et al. 2005; Frey-Klett et al. 2005). Die Stimulation erfolgt mittels Exsudaten und durch absterbende Hyphen und Wurzelzellen, die als Kohlenstoffquelle dienen können. Der Pilzzucker Trehalose wird von Pseudomanden bevorzugt aufgenommen. N2-fixierende Bakterien sind in der Mykorrhizosphäre in deutlich größeren Mengen vorhanden als in der Rhizosphäre von nicht mykorrhizierten Wurzeln. Phosphat lösende Bakterien stimulieren die N2-fixierenden Bakterien.

Neben einer allgemeinen Wachstumssteigerung durch verbesserte Ernährung, ist die Wirkung der Mykorhizosphären-Bakterien auch eine wichtige Ursache einer verbesserten Pathogenabwehr durch antibiotische Substanzen. Pseudomonaden sind hier besonders wirksam. Pseudomonas putida Stamm WCS3588 unterdrückt Fusarium oxysporum über Siderophore, die Eisen binden. Der dadurch hervorgerufene Fe-Mangel hemmt die Sporenkeimung von Fusarium, einem pathogenen Bodenpilz. Ein wichtiger Faktor ist auch Salicylsäure (o-Hydroxibenzoesäure), die von Bakterien in der Rhizosphäre gebildet wird, selbst Siderophor und Vorstufe für andere Siderophore ist. Eine gute Mykorrhizierung schon vor dem Auftreten der Pathogene ist aber Voraussetzung einer verbesserten Resistenz. Die Bakterienpopulationen werden ihrerseits auch durch Protozoa (Einzeller) kontrolliert, ein noch wenig untersuchtes Zusammenspiel (Ingham & Massicotte 1994). Bakterien der Rhizosphäre haben auch Einfluss auf den Sekundärstoffwechsel der Pflanzen und regen die Bildung von Inhaltsstoffen mit antibiotischer Wirkung an (Battini et al. 2016).

Als einen Vorläufer der genetisch fixierten Endosymbiose mit den N2-fixierenden Bakterien bei Blütenpflanzen kann man das Zusammenleben mit Cyanobakterien (Blaualgen) bei Hornmoosen und vielen epiphytischen Lebermoosen in den Tropen ansehen. Die Cyanobakterien leben bei Anthoceros und Phaeoceros in Taschen an der Unterseite der Thalli, bei Lebermoosen an den Rhizoiden und der Unterseite der Thalli.

Saprobe und pathogene Pilze in der Mykorrhizosphäre und Mykorrhizoplane[Bearbeiten]

Die nahe Umgebung (Mykorrhizosphäre) und die Oberfläche (Mykorrhizoplane) von Ektomykorrhizen werden von zahlreichen saproben Pilzen besiedelt. Das zeigen umfangreiche Versuche zur Isolierung dieser Pilze und die direkte Amplifizierung und molekulare Identifizierung (Qian et al. 1998a; Kernaghan & Patriquin 2015). Diese Pilze werden als "Mikropilze" bezeichnet, wenn sie nur aus Kulturen bekannt sind, in denen sie vegetative Sporen bilden (Domsch et al. 1980).

Abb. 8.4.1 Häufigkeiten (%) saprober und schwach pathogener Pilze auf der Mykorrhizoplane von Fichte auf unterschiedlich behandelten Flächen und von Buche

Die beiden Kleinhabitate unterscheiden sich bezüglich Artenzahl und Zusammensetzung. Bei umfangreichen Probenahmen in Fichtenbeständen des Höglwalds (Bayern) wurden aus der Mykorrhizosphäre 72, von der Mykorrhizoplane hingegen 153 Arten isoliert (Grundlage: 6800 Isolate). Das Bodenmilieu, die Mykorrhizapilze und die Baumart beeinflussen die Artenzusammensetzung und -häufigkeit erheblich (Abbildung 8.4.1). In der humosen Auflage ist die Artenvielfalt deutlich höher als im Mineralboden und die Unterschiede zwischen Bodentypen treten deutlicher hervor. Auf den erwähnten Waldflächen wurden von Mykorrhizen aus der Humusauflage 50 bis 75 Arten isoliert, aus dem Mineralboden nur 30 bis 45. Kalkung und Versauerung verändern die Artenzusammensetzung, aber Kalkung künstlich versauerter Standorte führt nicht zum ursprünglichen Artenspektrum zurück (Abbildung 8.4.1)

Unter den häufig isolierten Arten sind auch potentiell pathogene Pilze, wie Trichoderma viride, Trichoderma hamatum, Sesquicillium candelabrum und Cylindrocarpon destructans. Einige dieser Arten wurden auf physiologische Fähigkeiten und Interaktionen mit anderen saproben Arten bzw. mit Mykorrhizapilzen untersucht (Dennis & Webster 1971; Weber 1990). Dabei erwiesen sich zahlreiche Arten als Antagonisten zu anderen, auch zu potentiell pathogenen Arten. Abbildung 8.4.1 gibt Anhaltspunkte für Antagonismen am natürlichen Standort. Auf der sauer beregneten Fläche könnten M. radicis atrovirens und O. majus die pathogenen Pilze C. destructans und Trichoderma Arten hemmen (Qian et al. 1998b). O. majus ist Antagonist zahlreicher Arten. Trichoderma viride wird andererseits als Antagonist zur Verhinderung der Rotfäule an Fichten (Befall durch Heterobasidium annosum) eingesetzt. Auf Grund der antibiotischen Fähigkeiten der Mikropilze entsteht ein Gleichgewicht im Boden und die Gefahr von starken Schäden durch Wurzelpathogene ist im natürlichen Bestand gering.

Abb. 8.4.2 Mikropilze der Mykorrhizoplane Tp Tuber puberulum, Pc Piceirhiza conspicua, Pn Piceirhiza nigra (Tomentella sp.), Tf Tylospora fibrillosa, Xb Xerocomus badius, Ro Russula ochroleuca, tM abgestorbene Mykorrhizen

Die Hyphenmäntel einiger Pilzarten werden selten, andere häufiger von Mikropilzen besiedelt (Abbildung 8.4.2). Es besteht wahrscheinlich ein Zusammenhang mit der sehr unterschiedlichen Vitalität der Hyphenmäntel, wie fluoreszenz-mikroskopische Untersuchen zeigten (Qian et al. 1998c). Vitale Hyphenmäntel, wie Tuber puberulum oder Piceirhiza nigra (Abbildung 7.2.26) werden seltener, teilweise abgestorbene signifikant häufiger besiedelt. Die aktiven Hyphen der Mykorrhizapilze hemmen Mikropilze und Bakterien. Alternde und abgestorbene Ektomykorrhizen werden aber von saproben Pilzen und Bakterien abgebaut. Dabei werden Mineralien frei, die auch von Mykorrhizapilzen aufgenommen werden können. Insgesamt sind die Interaktionen noch unzureichend geklärt und die Ergebnisse, die auch von den verwendeten Methoden abhängen, noch widersprüchlich.


 

Auf Pflanzen lebende Insekten[Bearbeiten]

Bemerkenswerter Weise kann die Mykorrhiza einen fördernden Einfluss auf Insekten haben, die an Blättern nagen oder saugen (Koricheva et al. 2009). Befall und Fraß nehmen zu, ohne allerdings die Pflanze stärker zu schädigen. Letzteres wird darauf zurück geführt, dass mykorrhizierte Pflanzen meist besser wachsen und dass Blätter fressende Insekten auf mykorrhizierten Pflanzen eine kürzere Überlebenszeit haben. Besonders profitieren solche Insekten, die auf eine oder nah verwandte Pflanzen spezialisiert sind, während Allesfresser (polyphage Arten) eher zurück gehen. Am Phloem (Leitstrang) saugende Insekten werden ebenfalls und besonders durch AM gefördert, während am Blattgewebe (Mesophyll) saugende Insekten eher zurück gehen. Während der Stickstoffgehalt der Pflanzen, entgegen der Erwartung, keinen Einfluss hatte, könnte der höhere Zucker- und Phosphatgehalt im Phloemsaft mykorrhizierter Pflanzen für saugende Insekten förderlich sein. Bisher sind aber viele weitere pflanzliche Inhaltsstoffe, die für die Ernährung von Insektenlarven wichtig sind, nicht untersucht worden, wie Sterole, Vitamine, essentielle Aminosäuren und Fette. Die Konzentrationen dieser und weitere Inhaltsstoffe werden durch die Mykorrhizierung verändert, wobei Unterschiede zwischen Pflanzenarten beobachtet wurden (Schweiger et al. 2014a).

Mykorrhizierung führt zu höheren Konzentrationen von Inhaltsstoffe im Blattgewebe, die Parasiten abwehren, wie Alkaloide, Mono- und Diperpenoide, einfache und komplexe Phenole und Glucosinolate (Koricheva et al. 2009). Daraus kann sich ergeben, dass polyphage Insekten abgewehrt werden, während spezialisierte sich auf der für sie ungiftigen Pflanze vermehren. Schon die derbere Struktur der Blätter von mykorrhizierten im Vergleich zu nicht mykorrhizierten Buchensämlingen konnte den Blattlausbefall im Gewächshaus verhindern (Abbildung 9.3.1; Herrmann et al. 1992). Inhaltsstoffe wurden in diesem Fall nicht untersucht, sonst hätte man eventuell auch Hinweise erhalten, warum diese mykorrhizierten Buchensetzlinge nach der Pflanzung auf Waldflächen nicht vom Wild (Rehe, Mäuse) verbissen wurden (Kottke 1999). Wie leicht nachzuvollziehen, handelt es sich bei diesen Inhaltsstoffen um ein hoch interessantes und für die Anwendung wichtiges, neues Feld der Forschung.

Tiere als Verbreiter von Sporen und Samen[Bearbeiten]

Invertebraten, wie Regenwürmer, Springschwänze, Ameisen oder Borkenkäfer, aber auch grabende Säugetiere verbreiten nachweislich die Sporen von Mykorrhizapilzen (Mangan & Adler 2000; Lilleskov & Bruns 2005). Tierverbreitung kann dabei größere Distanzen überwinden als Windverbreitung, wie Untersuchungen an zurückweichenden Gletschern gezeigt haben (Cázares & Trappe 1994). Besonders ausgeprägt ist die Abhängigkeit bei trüffelartigen, unterirdisch reifenden Fruchtkörpern (Blaschke & Bäumler 1989; Carey et al. 2002; Claridge et al. 1996). Ein kleines Känguruh auf Tasmanien ernährt sich z. B. überwiegend von trüffelartigen Pilzen und verbreitet dadurch deren Sporen (Bettongia gaimardi; Johnson 1996).

In sommertrockenen Gebieten, aber auch in Hochlagen mit langen Wintern gibt es auffallend viele trüffelartige ECM-Pilze (Laessoe & Hansen 2007). Die Wirtspflanzen dieser Ektomykorrhizapilze sind Bäume oder Sträucher mit meist großen Samen, wie Haselnuß, Buche, Eiche, Tanne oder Fichte, die von Hörnchen, aber auch anderen Säugetieren gefressen werden. Teilweise werden die Früchte als Wintervorrat vergraben. Da diese Tiere auch die im Herbst zahlreichen, ungiftigen, wohlschmeckenden und stark riechenden oberirdischen wie unterirdischen Pilze fressen, können sie beim Vergraben der Samen Pilzmyzel oder Sporen hinzufügen, die an den Pfoten hängen bleiben. Die Konsequenz ist, dass Mykorrhizapilze und Bäume gemeinsam durch Tiere verbreitet werden. Man kann davon ausgehen, dass diese Ernährungsweisen langfristig zu einer Coevolution (gemeinsame Entwicklung) von wohlschmeckenden, großen oberirdischen und trüffelartigen Fruchtkörperformen der Ektomykorrhizapilze und Bäumen mit nährstoffreichen Samen beigetragen haben (Johnson 1996).



Die Nutzung der Pilzsymbiosen[Bearbeiten]

Nutzung in Gartenbau und Forstwirtschaft[Bearbeiten]

Von Beginn an war die Erforschung der Mykorrhiza durch potentielle Nutzung motiviert. Wie eingangs beschrieben, hatte B. Frank, der Entdecker der Pilz-Wurzel Symbiose, den Auftrag, für den König von Preußen Trüffel zu züchten. Später wurden gezielt mykorrhizierte Baumsämlinge für Aufforstungen z. B. zum Lawinenschutz verwendet. Kurz nach der Entdeckung der arbuskulären Mykorrhiza demonstrierte man deren positive Wirkung auf Tomate, Kartoffel und Spargel in einem „Mykorrhiza Gärtlein“ in Dijon und propagierte ihren Einsatz statt teurem Phosphatdünger. Die gezielte Förderung der Mykorrhizierung ist möglich und für Mykorrhiza abhängige Pflanzen im Garten-, Wein- und Zierpflanzenbau anzustreben (Robson et al. 1994, Brundrett et al. 1996, Garbaye 2013). Zu beachten ist, dass einjährige Pflanzen häufig weniger stark auf die Mykorrhizierung reagieren und geringer von den Glomeromycota besiedelt werden als ausdauernde Pflanzen. Entsprechend kann durch Einsatz von Glomeromycota auf Golfplätzen das ausdauernde Weiße Straußgras (Agrostis stolonifera) gefördert und das Einjährige Rispengras (Poa annua) zurück gedrängt werden (Gange et al. 1999).

Abb. 9.1.1 Wachstum und Überleben von Kiefernsämlingen links inokuliert mit Paxillus involutus, recht mit P. involutus und Pseudomonas fluorescens

Es ist durch zahlreiche experimentelle Arbeiten erwiesen, dass mykorrhizierte Pflanzen nicht nur eine bessere Phosphatversorgung und damit verbunden ein besseres Wachstum sondern auch einen besseren Blüten- und Frucht- bzw. Samenansatz haben und so sich die Mykorrhizierung auch noch in der nächsten Generation auswirkt (Koide & Lu 1992). Sie sind besonders durch eine erhöhte Stressresistenz gegen Trockenheit, Frost, Wurzel- und Blattpathogene sowie Fraß durch Herbivore und Wildverbiss geschützt (Bennett & Bever 2007). Ursache hierfür ist der vielfältige Einfluss auf die Physiologie der Pflanzen, der zu einer schnelleren Knospenreife und der Bildung spezifischer, Stress relevanter Inhaltsstoffe führt, ein noch wenig erforschtes Gebiet (Schweiger et al. 2014a). Besonders günstig wirkt sich Mykorrhizierung in Gemeinschaft mit Pseudomonaden aus (Abbildung 9.1.1) (Höflich et al. 2001; Bona et mult. 2014).

Eine gezielte Förderung der Mykorrhiza von Kulturpflanzen kann entweder durch Nutzung und Förderung der im Boden vorhandenen Mykorrhizapilze oder durch Zugabe von Pilzkulturen (Inokulaten) zu Sämlingen in Beetkulturen erfolgen. Das Ausbringen von Inokulat in eine bereits bestehende, natürliche, an den Standort angepasste Mykorrhizapilz-Gesellschaft ist dagegen wenig Erfolg versprechend. Das erstgenannte Verfahren ist kostengünstig und von vornherein Standort angepasst, wo geeignete Mykorrhizapilze im Boden vorhanden sind. So können Forstpflanzen als bereits mykorrhizierte Sämlinge im Bestand entnommen und im Wald verpflanzt werden. Auch Baumsämlinge, die in Pflanzschulen im Wald angezogen werden, sind ausreichend mykorrhiziert. Die jeweiligen Baumarten sind bereits mit den für sie als Jungpflanzen geeigneten Pilzarten versehen, bei Buchensämlingen z. B. Cenococcum geophilum und Xerocomus chrysenteron, bei Fichtensämlingen Thelephora terrestris als dominante Arten (Kottke & Hönig 1998; Kottke 2002). Daneben können auch spezifische Mykorrhizapilze gefunden werden, sofern Altbäume als Inokulatträger vorhanden sind. Altbäume sollten daher nicht nur wegen der Samen sondern auch wegen des Mykorrhizapotentials erhalten werden (Nörr et al. 2003). Selbst nach Brandrodung findet man noch eine hohe Artenzahl an Glomeromycota, die ausreichen, um Setzlinge zu mykorrhizieren, wenn die natürliche Wiederbesiedelung von umliegenden Waldflächen ausgeht (Haug et al. 2013).

Die heute in Deutschland bevorzugte Anzucht von Baumsetzlingen auf Ackerböden oder Schwemmland ohne Altbäume in der Nähe führt zu nicht mykorrhizierten Setzlingen mit nur geringen Überlebenschancen. In solchen Baumschulen sollte für die Aussaat von ektomykorrhizierten Arten Walderde in den Boden gemischt werden, um überhaupt ein Mykorrhizapotential zu erhalten. Anschließend sollten auf einer Fläche nur ektomykorrhizierte oder nur arbuskulär mykorrhizierte Arten im langfristigen Wechsel oder in Gesellschaft angezogen werden. So kann allmählich eine geeignete Mykorrhizapilz-Gesellschaft aufgebaut werden. Dennoch sind nach dem Verpflanzen auf ökologisch problematische Standorte, wie Brachland und Halden, oft Misserfolge zu beobachten. Zur Regeneration von Tagebauflächen hat sich daher das sorgfältige Abtragen der oberen Bodenschichten, deren Lagerung und späteres Wiederauftragen bewährt (Boldt-Burisch & Naeth 2017). Das Mykorrhizapotential bleibt bis zu zwei Jahren im gelagerten Boden erhalten. In Hanglagen ist die Mykorrhiza zusätzlich zur Verfestigung der Bodenpartikel von Bedeutung. Die Hyphen der Glomeromycota bilden ein Glycoprotein (Glomalin), das Partikel verklebt (Wright & Upadhyaya 1998).

Im Gartenbau sollte eine Dampfsterilisation der Beete vermieden werden und nur mit geringen Mengen und möglichst organisch gedüngt werden. Auf den richtigen Fruchtwechsel muss besonders geachtet werden. Es sollten auf einer Fläche, im Wechsel oder in Mischkultur, nur von Mykorrhiza abhängige oder nur nicht mykorrhizierte Arten angezogen werden. Nicht mykorrhizierte Pflanzen verringern die Zahl der Mykorrhizapilze nachweislich. Der Boden sollte nicht umgegraben und möglichst wenig gehackt werden, um das Bodenmyzel nicht zu zerstören. Regelmäßiges Hacken oder Pflügen lässt die Zahl der AM Sporen und Arten nachweislich drastisch sinken (z. B. Evans & Miller 1988). Auch das Abbrennen von Feldern und verbuschenden Grasflächen muss unbedingt vermieden werden (Pattinson et al. 1999). Mischkulturen von Mykorrhiza abhängigen Pflanzen, auch sogenannte Unkräuter oder Begleitpflanzen, steigern dagegen die Artenvielfalt der Mykorrhizapilze (Feldmann & Boyle 1999). Besonders gute Trägerpflanzen sind Lauch und Zwiebeln, Erdbeeren, Kartoffeln, Erbsen und Bohnen. Also nicht Spinat dazwischen säen!

Abb. 9.1.2 Pflanzbeete in Foliengewächshaus Weißtorf mit Inokulat von Paxillus involutus auf Perlite (weiße Körner), Kontrollparzellen ohne Inokulat

Die zweite Möglichkeit, mykorrhizierte Setzlinge zu erhalten, ist das Einbringen von Inokulat in Töpfe oder Pflanzbeete unter Gewächshausbedingungen (Abbildung 9.1.2; Herrmann et al. 1992; Höflich & Glante 1991). Das Inokulat besteht aus mykorrhizierten, getrockneten Wurzeln mit Vesikeln und intraradikalen Sporen verschiedener Glomus und Gigaspora Arten oder aus lebendem Myzel von Ektomykorrhizapilzen, die auf einem künstlichen Substrat angezogen werden (siehe Homepage der INVAM, Kultur von Glomeromycota und Brundrett et al. 1996 für Ektomykorrhizapilze). Auch hier darf nur wenig gedüngt werden. Solche Pflanzen sind deutlich Stress resistenter als nicht mykorrhizierte. Mykorrhizierte Setzlinge heimischer Sträucher können so verwendet werden, um in degradierte Flächen Glomeromycota einzubringen und in Folge zu einer Neubesidelung durch zahlreicher Arten zu kommen (Cuenca et al. 2002). Bei ektomykorrhizierten Arten ist zu beachten, dass eine gewisse Spezifität bezüglich der wenigen kultivierbaren Mykorrhizapilze vorliegt. Buchen und Eichen lassen sich gut mit Paxillus involutus (Kahler Krempling) mykorrhizieren, Douglasie mit Laccaria bicolor (Lacktrichterling; L. laccata S238 amerikanischer Herkunft), Kiefern besser mit Scleroderma citrinum (Kartoffelbovist) oder spezifischen Rhizopogon Arten (Barttrüffel), Eucalyptus mit Pisolithus spp. (Erbsenstreuling). Die Herkunft der Mykorrhizapilze kann sich auf den Erfolg auswirken (Garbaye & Churin 1997). So müssen z. B. für alpine Hochlagen andere Arten gewählt werden als für Tieflagen und für eingeführte Arten besser die Herkünfte aus dem Stammland.

Abb. 9.1.3 Erfolg der Mykorrhizierung

Aus diesen Erfahrungen ergibt sich, dass diese Verfahren aufwändig und teuer sind und sich nur für hochwertige Anzucht empfehlen. Buchensetzlinge zählen z. B. zu den empfindlichen Forstpflanzen bezüglich Boden, Frostresistenz und Wildverbiss. Die natürliche Verjüngung ist eingeschränkt, da nicht in allen Jahren Samen produziert werden. Die Anzucht in Baumschulen erfordert zwei bis drei Jahre. Im Zuge der Umwandlung von Fichtenbeständen in Mischwälder mit hohem Buchenanteil wurde daher eine verkürzte Anzuchtzeit in Foliengewächshäusern entwickelt (Abbildung 9.1.3; Garbaye 1986). Die Inokulation mit Paxillus involutus bei der Aussaat führt zu hoch signifikant resistenteren Pflanzen im Gewächshaus, die bereits nach 10 Monaten winterharte Knospen entwickeln. Daher überleben mykorrhizierte Pflanzen die Einlagerung über den Winter und das Auspflanzen ohne Rücktrocknung, während an nicht mykorrhizierten Pflanzen hohe Verluste zu verzeichnen sind (Abbildung 9.1.4).

Abb. 9.1.4 Robuste, mykorrhizierte Pflanzen

Nach der Pflanzung, z. B auf Sturmschadensflächen erleiden mykorrhizierte Buchen im Gegensatz zu den nicht mykorrhizierten Kontrollpflanzen keine Trocken- und Frostschäden, werden wenig von Wild verbissen und überleben so zu fast 100 % (Abbildung 9.1.4). Die Überlebensrate nicht mykorrhizierter Buchensetzlinge liegt dagegen bei 10-30 %. Die mit den mykorrhizierten Setzlingen eingebrachten Mykorrhizapilze erhalten sich mehrere Jahre an den Setzlingen, breiten sich aber nicht aus (Selosse et al. 1998). Die mykorrhizierten Setzlinge werden aber - im Gegensatz zu nicht mykorrhizierten Setzlingen - nach dem Verpflanzen rasch von weiteren, Standort angepassten Mykorrhizapilzen besiedelt (Kottke & Hönig 1998). Hintergrund dieser bevorzugten Mykorrhizierung ist eine physiologisch veränderte Attraktivität der bereits mykorrhizierten Pflanzen, wie größere Vitalität und damit besserer Zuckerversorgung der Pilze sowie eine gesteigerte Abgabe von Exudaten und Kohlendioxid durch die Wurzel (Straatsma et al. 1986; Sun & Fries 1992).

Die genetischen, ökologischen und ökonomischen Bedingungen sind aber zu vielfältig und zu komplex, um für eine oder wenige Pilzarten ein „Patent“ zu entwickeln, das für eine weltweite Anwendung einsetzbar wäre, eine Hoffnung, die es in den 1990er Jahren gab (Debaud et al. 1995). Hier hilft nur die Erprobung und örtliche Anpassung der Verfahren mit Verwendung möglichst standortsnaher Inokulate aus verschiedenen Pilzarten und Herkünften. Aus einer Mischung verschiedener Arten und Stämme ist oft nur ein Stamm erfolgreich und bei Wiederholungen nicht immer der gleiche (Hönig et al. 2000). Bei Glomeromycota können schon einzelne Sporen der gleichen Herkunft unterschiedliche Effekte haben (Feldmann 1998).

Unsere hochtechnisierte Landwirtschaft mit Dünger und Pestizid Einsatz in hohen Dosen schließt eine Berücksichtigung der Mykorrhiza von vornherein aus. Leicht verfügbares Phosphat verhindert die Bildung von arbuskulären Mykorrhizen, Nitrat- und Ammonium-Düngung in den üblichen Konzentrationen die Bildung von Ektomykorrhizen. Glomeromycota sind sehr empfindlich gegen Pestizide, wie substituierte aromatische Hydrocarbone und Benzimidazole. Insbesondere das häufig eingesetzte Benomyl ist toxisch für alle Glomeromycota und behindert das Hyphenwachstum zahlreicher Ektomykorrhizapilze (Kough et al. 1987; Niini & Raudaskoski 1993). Mykorrhiza abhängige Pflanzenarten sollten daher nicht genetisch gegen Benomyl resistent gemacht werden, um dieses dann in hohen Dosen zu verwenden! Zahlreiche Nutzpflanzen sind auch schon ursprünglich und durch langjährige Selektion unter den nicht mykorrhizierten oder wenig von der Mykorrhiza abhängigen Arten zu finden, so alle Kohlarten und Rüben, Spinat, Buchweizen und Raps. Auch C3-Gräser, wie unsere Getreidesorten, sind wenig abhängig (Hetrick et al. 1993). Bei Mais (C4-Gras), der ursprünglich stark von der Mykorrhizierung profitierte, geht die Züchtung in Richtung auf den Verlust dieser Fähigkeit.

Eine Schwierigkeit für die Akzeptanz der beschriebenen Verfahren besteht bei der Diagnose der Ursachen von Erfolg oder Misserfolg. Bisher gibt es kein einfaches und schnelles Verfahren, um die arbuskuläre Mykorrhiza zu erkennen. Nur an den Wurzeln von Mais, Hafer, Weizen und Hirse kann man eine Gelbfärbung feststellen, wenn sie mykorrhiziert werden. Es handelt sich dabei um ein Carotenoid, das unter dem Einfluss der Mykorrhizapilze in den Vakuolen der Wurzelzellen gebildet wird (Klingner et al. 1995; Walter et al. 2000). Sonst müssen mikroskopische Präparate angefertigt und von erfahrenen Personen ausgewertet werden (Gange et al. 1999a). Auch Analysen zum Lipidprofil könnten eingesetzt werden (Graham et al. 1995). Manche Ektomykorrhizen kann man zwar mittels einer Lupe erkennen, um die Pilzarten und Stämme zu bestimmen sind aber auch hier aufwändige, molekulare Verfahren erforderlich. Zur Quantifizierung der Besiedelung kann die Pilzmasse am Ergosterolgehalt bestimmt werden. Es handelt sich dabei um ein Sterol in der Zellmembran von Pilzen, das Pflanzen fehlt (Martin et al. 1990; Frey et al. 1992).

Auch die Beurteilung der Setzlinge ist oft unzureichend. Der Zustand der Setzlinge wird nur nach Größe eingeschätzt und ihre weitere Entwicklung nach dem Verpflanzen nicht einbezogen. Dadurch erhalten dann im Handel gut gedüngte, große, dunkelgrüne Pflanzen den Vorzug vor mykorrhizierten, oft kleineren Pflanzen, die aber mit derberen Blättern, ausgehärteten Achselknospen und einem wesentlich besser entwickelten Feinwurzelsystem ausgestattet sind. Anzustreben wäre also, Kenntnisse über die Bedeutung der Mykorrhiza bei der Ausbildung von Gärtnern und Forstwirten zu vermitteln und in die Zertifizierung von Anbaumethoden und Pflanzgut einzubeziehen.

Die Trüffelzucht[Bearbeiten]

Das erfolgreichste Beispiel in der Geschichte der angewandten Mykorrhizaforschung ist die Trüffelzucht in Südfrankreich, Italien und Spanien, seit kurzem auch die Zucht der Wüstentrüffel (Terfezia) in Spanien und Nordafrika (Garbaye 2013). Um 1970 wurde mit einer planmäßigen, wissenschaftlich begleiteten Trüffelzucht begonnen. Bevorzugte Trüffelarten sind Perigordtrüffel (Tuber melanosporum) in Frankreich und Weiße Piedmondtrüffel (Tuber magnatum) in Italien, mit denen man hohe Preise erzielen kann. Als für Trüffelplantagen geeignete Baumarten erwiesen sich Corylus avellana (Haselnuss) und Quercus ilex (Steineiche). Man verwendet entweder Sämlinge, die unter Bäumen mit Trüffeln auflaufen oder taucht die Wurzeln der Setzlinge in eine Sporensuspension der Trüffel. Nach 1–2 Jahren können die mykorrhizierten Pflanzen verkauft und auf geeigneten Standorten Plantagen angelegt werden. Die Standorte müssen nicht nur gut durchlüftete Kalkböden mit ausreichender Bewässerung im mediterranen Klima sein sondern auch von nicht erwünschten Trüffelarten frei gehalten werden. Die Plantagen unterliegen daher einer wissenschaftlichen Überwachung und Zertifizierung, die auf molekularen Grundlagen zur Bestimmung der Trüffelarten beruht. Alle Versuche, andere hochwertige Speisepilze unter den Mykobionten (Steinpilz, Pfifferling) gezielt zu vermehren, sind bisher fehlgeschlagen.



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